Los programas de alta calidad de cría y atención veterinaria, proporcionados de manera constante, proporcionan la base que permite una investigación científica válida.
Los procedimientos operativos normalizados son valiosos, y la formación y la supervisión son esenciales para garantizar una aplicación coherente y un nivel uniformemente elevado de cuidado de los animales. Las condiciones ambientales deben controlarse cuidadosamente dentro de las instalaciones de investigación, junto con la aplicación rigurosa de programas de cuidado y uso de animales, para proporcionar las mejores condiciones posibles para llevar a cabo la investigación.
El personal de cuidado de animales y el equipo investigador deben ser responsables, sensibles con la salud y el bienestar de los animales, formados en el cuidado y el uso de los animales de laboratorio, muy motivados, expertos y diligentes en el cumplimiento de sus deberes y responsabilidades. Se ha puesto un mayor énfasis en el bienestar y la sostenibilidad del personal de cuidado de animales, mediante la implementación por parte de las instituciones de programas de apoyo a la salud mental, seguimiento de la carga de trabajo y retención del personal para mitigar el agotamiento en entornos de investigación de alta demanda.
La Guía para el cuidado y uso de los animales de laboratorio sigue siendo la principal referencia para obtener información sobre los principios y normas básicos para el manejo de los animales de laboratorio. Los proveedores comerciales ofrecen roedores de laboratorio que están libres de enfermedades y patógenos y que no tienen anticuerpos de infecciones previas. Adquirir estos animales de fuentes de alta calidad, transportarlos en contenedores con filtros y mantenerlos en instalaciones con barreras físicas y procedimentales para prevenir la introducción de agentes infecciosos son medidas eficaces para prevenir enfermedades dentro de una colonia que podrían comprometer o arruinar los experimentos.
El monitoreo continuo de la salud de las colonias ahora se logra a través de paneles de control del estado de salud en tiempo real, que integran pruebas centinela, datos ambientales, registros veterinarios y perfiles de microbioma en plataformas de visualización centralizadas (1). Estos paneles permiten la detección temprana de infecciones o variaciones ambientales y mejoran la toma de decisiones para mantener la reproducibilidad experimental.
Para ciertos estudios, en particular los asociados con la inmunidad, ha quedado claro que los animales protegidos de una amplia gama de organismos tienen un repertorio inmunológico insuficiente para ser adecuados. Los programas de manejo adaptables permiten mantener y separar a los ratones axénicos (completamente libres de gérmenes) y los ratones gnotobióticos (que tienen un microbioma específico y conocido) de los animales que están en estrecha proximidad o expuestos intencionalmente a patógenos indeseables y que potencialmente los albergan.
Estudios recientes han enfatizado la necesidad de modelos «salvajes» y modelos con microbiota trasplantada en la investigación inmunológica y conductual (2, 3), lo que requiere sistemas de cría que soporten microbiomas variables y exposiciones ambientales controladas.
Aunque algunas colonias de primates no humanos (NHP) están libres de la mayoría de los agentes que causan enfermedades infecciosas en estas especies, muchos NHP utilizados para la investigación son de origen silvestre o salvaje. Por esta razón, es fundamental seguir programas adecuados de cuarentena, aislamiento y acondicionamiento, así como los programas implementados en las instalaciones de los importadores. Los protocolos de bioseguridad para los NHP enfatizan la vigilancia molecular, los paneles serológicos y el acondicionamiento conductual durante la cuarentena para minimizar el estrés y garantizar la detección temprana de patógenos zoonóticos.
Alojamiento para animales de laboratorio
Las jaulas, corrales o áreas de ejercicio para animales de laboratorio deben proporcionar un espacio adecuado para las necesidades fisiológicas normales, permitir ajustes posturales y cumplir con los requisitos para el comportamiento específico de la especie. Cuando sea posible, los grupos compatibles de animales sociables se deben albergar juntos.
Los recintos principales deben estar construidos con materiales duraderos, fáciles de limpiar y desinfectar, y diseñados para brindar comodidad y seguridad. Las jaulas de microaislamiento estático (tapa con filtro superior) y los sistemas de jaula ventilada individualmente impiden la transmisión de agentes infecciosos de una jaula a otra. Sin embargo, la infección puede transmitirse horizontal o verticalmente desde los padres en las colonias de cría. Los ratones no infectados, introducidos para el cruzamiento y el retrocruzamiento, pueden perpetuar la infección, y los ratones experimentales pueden estar expuestos a patógenos a través de un ambiente contaminado, válvulas de riego compartidas, dispositivos de investigación o transferencia entre laboratorios.
La ventilación individual de las jaulas mantiene un microambiente constante. También ahorra espacio en la instalación y puede diseñarse para minimizar los olores, los alérgenos, el polvo y el calor que se expulsan al macroambiente. Las tecnologías integradas de monitoreo de jaulas, que evalúan la temperatura, la humedad y los niveles de amoníaco en tiempo real, se utilizan para mejorar tanto el bienestar animal como la detección temprana de deficiencias en el alojamiento.
La ley federal en EE. UU. exige que los perros de laboratorio tengan la oportunidad de realizar ejercicio regularmente y tener contacto sensorial con otros perros, a menos que estén restringidos por consideraciones experimentales o comportamentales.
El alojamiento de los NHP debe proporcionar un enriquecimiento social y ambiental, para promover el bienestar psicológico de los animales y ser compatible con las limitaciones experimentales y prácticas de la situación del alojamiento. Las estrategias exitosas de enriquecimiento para los NHP han incluido el alojamiento en parejas o en grupo; variación en el contenido dietético y el método de presentación; equipo auxiliar de jaulas (p. ej., perchas, columpios o escaleras); dispositivos para mejorar la estimulación visual, auditiva o táctil; y estudios conductuales desafiantes y no aversivos. Los esfuerzos para extender y adaptar las prácticas de enriquecimiento ambiental a otras especies de animales de laboratorio merecen considerarse.
La temperatura, la humedad relativa, las tasas de ventilación, las condiciones de iluminación (espectro, intensidad y fotoperíodo), los contaminantes gaseosos (p. ej., amoníaco) y el ruido deben controlarse y monitorearse cuidadosamente para todos los animales de laboratorio en todo momento. Las condiciones ambientales inestables pueden afectar profundamente la comodidad, el bienestar y el metabolismo de los animales y, por lo tanto, la calidad de los datos experimentales derivados de los estudios de esos animales.
No solo se deben proporcionar temperaturas óptimas para los animales, sino que también se debe mantener la temperatura del aire dentro del rango de confort en el que los trabajadores humanos rinden mejor (18–22 °C) y con una variación de ±1,1 °C respecto del punto de ajuste. Los rangos a tener en cuenta para el bienestar óptimo de los animales adaptados se dan en la tabla .
Rangos de temperatura preferidos para los animales de laboratorio más utilizados
Especie | Rango de temperatura preferido para la vivienda |
|---|---|
Roedores | 18–26 °C |
Conejos | 16–22 °C |
Hurones | 15–21 °C |
Primates no humanos | 18–29 °C |
Pez cebra y otros peces tropicales | 27–32 °C |
Rana africana de uñas (Xenopus laevis) y ajolote (Ambystoma mexicanum) | 18–20 °C |
Rana africana de uñas de África occidental (Xenopus tropicalis) | 24–26 °C |
La evidencia emergente sugiere que los ratones, independientemente de su edad, presencia o ausencia de pelo o estado inmunitario, históricamente se han mantenido en condiciones de estrés por frío, especialmente en sistemas de jaulas ventiladas individualmente (IVC) (4, 5, 6, 7, 8, 9). Esta práctica va en detrimento de la producción de colonias y de muchos tipos de experimentos, especialmente aquellos que dependen del sistema inmunológico o están asociados con el metabolismo o la fisiología. Sin embargo, la experiencia indica que los ratones a los que se les proporciona una dieta energética adecuada y que se alojan socialmente pueden compensarlo mediante la construcción de nidos y acurrucándose.
La humedad relativa debe mantenerse entre el 30 % y el 70 % para la mayoría de las especies, preferiblemente dentro del 10 % del punto de ajuste. La guía actualizada destaca las estrategias de soporte térmico, como los materiales de anidación y las zonas de calor radiante, como intervenciones beneficiosas para disminuir el estrés por frío y mejorar los resultados de reproducción en ratones alojados en condiciones estándar de ventilación individual.
Las tasas de ventilación deben ser de 10 a 15 cambios de aire fresco por hora; sin embargo, estas tasas se pueden disminuir para ahorrar energía en algunas situaciones (por ejemplo, sistemas de ventilación individual para roedores (IVC) con el rack de jaulas con el efluente conectado directamente al escape de la habitación). Se desaconseja la recirculación del aire, a menos que el aire se trate para eliminar las partículas y los contaminantes gaseosos.
Una iluminación uniformemente distribuida y suficientemente intensa promueve el bienestar animal y la ritmicidad circadiana, y permite al personal observar a los animales y realizar todas las tareas de cría y saneamiento de forma segura y eficaz (10).
Los ciclos de luz, determinados por las necesidades de las especies, se deben controlar mediante relojes automáticos para mantener la regulación circadiana y neuroendocrina. Por ejemplo, 12 horas de luz y 12 horas de oscuridad es el estándar más habitual utilizado en la investigación con roedores y animales de laboratorio en general. En las colonias de cría, especialmente para roedores, se utiliza un horario de 14 horas de luz y 10 horas de oscuridad (p. ej., las luces se encienden a las 6 de la mañana y se apagan a las 8 de la noche) para estimular la actividad reproductiva.
Aunque la tecnología LED (diodo emisor de luz) ofrece muchas ventajas que son conocidas por los consumidores, el efecto de la luz LED sobre los ritmos circadianos difiere del de la iluminación fluorescente blanca y fría utilizada históricamente. La iluminación LED representa posiblemente el cambio ambiental más trascendental, que influye en los experimentos, desde la eliminación de las ventanas y la exposición a la luz del día estacional de las instalaciones de investigación con animales (11), y ahora es la norma.
Los protocolos de iluminación LED refinados alinean las salidas espectrales con la sensibilidad circadiana específica de cada especie, y la iluminación sintonizable se utiliza en algunas instalaciones modernas.
El microambiente dentro de ciertos tipos de jaulas puede diferir mucho del macroambiente de la habitación. Es necesario realizar una investigación adicional dirigida cuidadosamente para definir con mayor precisión las mejores condiciones ambientales y sociales para cada especie o grupo de especies en el ámbito de las jaulas. La descripción incompleta del entorno asociado con los experimentos con animales publicados ha sido una falla de larga data de la investigación que ha contribuido a la falta de confiabilidad en la reproducción de algunos resultados de experimentos con animales a lo largo del tiempo y en entre laboratorios.
Camas para animales de laboratorio
La cama para los animales es un factor ambiental controlable que puede influir en los datos experimentales y el bienestar animal. Los materiales de las camas deben ser no irritantes, absorbentes, deben estar libres de contaminación química y de patógenos, y no tener buen sabor, para desalentar la ingestión. Las cantidades adecuadas son vitales para mantener a los animales secos y limpios entre cambios de cama o jaulas.
Por lo general, los roedores se mantienen con cama de contacto que consiste en mazorcas de maíz molidas, astillas de madera dura, papel reciclado, virutas de madera blanda tratadas térmicamente o celulosa virgen (pulpa de madera). No se recomiendan las maderas blandas no tratadas, ya que contienen aceites volátiles que pueden alterar los sistemas enzimáticos hepáticos y afectar a ciertos tipos de investigación.
Los materiales de cama también varían en cuanto a su contenido de fitoestrógenos y su capacidad para reducir el amoníaco, que es el subproducto de la catálisis de la urea por la ureasa bacteriana fecal y, además, el gas nocivo más abundante que se produce en el microambiente.
La variación en el tipo de producto de cama puede introducir una variabilidad sutil en la reproducción, el comportamiento, la fisiología, la inmunidad de la mucosa, los estudios dietéticos, la percepción táctil, el microbioma y los microorganismos ambientales. Algunas instituciones han adoptado protocolos estandarizados de validación de camas, incluidos análisis químicos periódicos y estudios de impacto en el microbioma, para respaldar la reproducibilidad y disminuir la variación entre instalaciones.
La cama procedente de contenido reciclado o de subproductos agrícolas debe ser monitoreada para detectar residuos de plaguicidas y metales pesados. Según las necesidades de la investigación, la cama puede esterilizarse mediante autoclave o irradiación antes de su uso, o puede usarse tal cual.
Los ratones, la especie que se mantiene en mayor número en camas de contacto, prefieren materiales más blandos y en volúmenes que permitan excavar y anidar.
Alimentación de animales de laboratorio
La alimentación debe ser en una cantidad adecuada, de buen sabor, estar libre de contaminantes, ser nutricionalmente apropiada, fácilmente accesible y proporcionada en medios que satisfagan las necesidades de comportamiento, según los requerimientos específicos de cada especie. Son preferibles los alimentos fabricados específicamente para los animales de investigación, ya que es más probable que estén uniformemente constituidos, libres de contaminantes, de vida útil conocida y con fecha de fabricación.
Se recomienda el cribado rutinario de micotoxinas, de las dietas de laboratorio, a base de cereales, y la evaluación de los niveles de fitoestrógenos en los piensos que contienen soja, ya que tanto las micotoxinas como los fitoestrógenos pueden influir en los parámetros endocrinos y reproductivos en modelos sensibles.
Los alimentos se deben fabricar, transportar, almacenar y emplear de manera que se reduzca al mínimo su deterioro, contaminación o infestación. Las dietas de animales de laboratorio (incluidas las fortificadas con vitamina C) generalmente tienen una vida útil de 9 meses si se almacenan a 21 °C (70 °F) o menos y a 50 % de humedad relativa.
La mayoría de los animales pequeños son alimentados a libre demanda y consumen alimentos en cantidades determinadas por sus necesidades energéticas. El consumo puede estar influenciado por el medio ambiente y dictado por el genotipo. Para prevenir la obesidad y disminuir el desperdicio, los conejos, los carnívoros de laboratorio, los cerdos, los anfibios acuáticos y los NHP pueden recibir cantidades medidas de alimento cada día. Como regla general, los animales de laboratorio consumen mínimamente entre el 4 % y el 6 % de su peso corporal en alimentos al día.
Además de las dietas de ingredientes naturales preparadas comercialmente y generalmente granuladas de diversas especificaciones (p. ej., control de calidad y garantía de los ingredientes), se pueden formular dietas semisintéticas o completamente sintéticas y preparaciones totalmente líquidas para ciertos tipos de investigación.
Las dietas para roedores sometidas a una radiación o a una autoclave están disponibles y se pueden utilizar si se necesita la esterilización del alimento. Aunque se ha recomendado la esterilización en autoclave de los piensos, para proteger las colonias libres de patógenos específicos en los casos en que la contaminación microbiana podría invalidar los estudios, algunas instituciones han reevaluado el efecto de los protocolos de esterilización sobre la estabilidad y la palatabilidad de las vitaminas en las dietas de los roedores, y han adoptado alternativas irradiadas envasadas al vacío cuando es posible.
Necesidades de agua de animales de laboratorio
En el caso de los animales terrestres en entornos de investigación, se debe suministrar agua potable no contaminada en cantidades adecuadas para satisfacer las necesidades específicas de las especies. El agua que ingresa a una instalación de investigación con animales generalmente proviene de una fuente local (o a veces de pozos) y cumple con los estándares generales para el consumo humano.
No importa cuál sea la fuente, la calidad del agua puede variar considerablemente, dependiendo de varios factores. Estos incluyen la ubicación geográfica; proximidad a entornos industriales, urbanos o agrícolas; y los enfoques municipales de tratamiento. La ampliación de la vigilancia del agua potable en busca de posibles contaminantes, como las PFAS (sustancias perfluoroalquiladas y polifluoroalquiladas, conocidas comúnmente como «sustancias químicas persistentes»), se ha convertido en una preocupación en las instalaciones de animales situadas en las regiones afectadas. En consecuencia, el agua potable es una variable que puede afectar profundamente a la investigación.
El agua que ingresa a una instalación de investigación con animales debe someterse a filtración de sedimentos y carbón, ablandamiento del agua y purificación adicional, como desionización o filtración por ósmosis inversa, antes de ser almacenada en depósitos o distribuida a los animales. Estos embalses deben tener un suministro de reserva para varios días.
Se recomiendan programas de garantía de calidad del agua, que midan el pH, la dureza, el contenido de agentes químicos y la carga microbiana. Es posible que se requiera agua acidificada, clorada o estéril en ciertas condiciones experimentales o de cría.
Por lo general, se suministra agua a los animales de laboratorio a libre voluntad a través de botellas, bolsas de plástico, entrega automatizada o, en ciertas aplicaciones, geles estériles no humectantes.
El suministro automatizado de agua, comúnmente utilizado en el alojamiento de roedores, disminuye los costos operativos, aumenta la seguridad de los técnicos de cuidado de animales, ahorra mano de obra, disminuye las interrupciones de los animales por parte de los cuidadores y proporciona agua de alta calidad constante. El inconveniente del suministro automatizado de agua es el riesgo de hipotermia, ahogamiento o deshidratación de los habitantes de la jaula si falla la válvula de suministro de agua en la jaula.
Los sistemas automatizados de suministro de agua requieren un monitoreo regular de la función y un mantenimiento preventivo periódico, incluida la desinfección completa del sistema de distribución para evitar la formación de biopelículas. Los sistemas de riego automatizados más nuevos para roedores incluyen sensores de fugas y mecanismos de alerta basados en telemetría para mitigar los riesgos de falla inadvertida de la válvula.
La calidad del agua es el factor ambiental más importante para las especies acuáticas y un determinante clave de su salud. La calidad inadecuada del agua o las fluctuaciones de la temperatura del agua son factores de estrés fisiológico que afectan la ingesta, la digestión y el uso de los alimentos por parte de los animales; alterar su sistema inmunológico; y los predisponen a infecciones oportunistas.
El agua para los vertebrados acuáticos no debe contener nitrito, amoníaco ni cloro, con recuentos totales de coliformes que no excedan los 200/ml. El pH debería ser de 6,5-8,5.
Aunque los anfibios acuáticos pueden mantenerse en pequeños recipientes de agua estancada, la recirculación del agua con filtración biológica y la reposición parcial periódica con agua dulce, al igual que con los peces, ayuda a suprimir los recuentos bacterianos y evita la acumulación de productos químicos tóxicos.
Saneamiento de instalaciones para animales de laboratorio
Es obligatorio un nivel constante de alta calidad de los recintos de animales y de higiene de las instalaciones, para asegurar que los animales de laboratorio estén limpios y secos, que la calidad del aire sea la adecuada (sin utilizar agentes enmascaradores) y que las superficies del recinto principal y los accesorios estén limpios. Se deben limpiar y desinfectar los alojamientos, los espacios auxiliares y los recintos principales con la frecuencia necesaria para mantenerlos libres de suciedad, de desechos y de contaminación potencialmente nociva.
Para los roedores en jaulas de fondo sólido, los cambios de cama de 1 a 3 veces por semana suelen ser suficientes; en el caso de roedores, conejos y NHP en jaulas suspendidas sobre bandejas de excrementos y en el caso de ratones en sistemas de ventilación individual, los cambios de jaula cada dos semanas deberían bastar. En el caso de los animales más grandes, se deben retirar los excrementos y la suciedad de las camas a diario, al mismo tiempo que se limpian y desinfectan los recintos principales.
Se deben limpiar y desinfectar los recipientes de agua y otros equipos de bebederos o comederos al menos semanalmente. Los dispositivos de riego automatizados en jaulas, rejillas o habitaciones deben diseñarse y programarse para que se laven de forma continua o regular, o deben drenarse, enjuagarse y desinfectarse manualmente a intervalos regulares y frecuentes.
Calentar las jaulas y otros equipos a 82,2 °C (180 °F) o utilizar una desinfección química adecuada (p. ej., soluciones de hipoclorito) después de eliminar la biomateria mata las bacterias y virus patógenos no formadores de esporas. Se deben enjuagar a fondo todas las jaulas y otros equipos después de su tratamiento con detergentes o desinfectantes.
La efectividad de los programas de saneamiento debe evaluarse periódicamente utilizando sistemas apropiados de detección microbiológica, materiales orgánicos u otros medios.
Las auditorías periódicas y los registros de las temperaturas de lavado de las jaulas, los tiempos de contacto y las concentraciones de productos químicos se han convertido en la norma para confirmar la eficacia del saneamiento. Las inspecciones de la AAALAC y el USDA hacen hincapié en la documentación y la capacitación del personal, relacionadas con los protocolos de saneamiento, en particular la limpieza de los artículos de enriquecimiento reutilizables, las estaciones de transferencia y los sistemas de riego automatizados.
Control de plagas en instalaciones con animales de laboratorio
En las instalaciones de investigación, se deben instaurar programas dirigidos profesionalmente, para prevenir, identificar y erradicar o controlar los insectos o los roedores asilvestrados, escapados o salvajes, que se programen periódicamente y se documenten sistemáticamente. El uso de plaguicidas debe ser el último recurso y limitarse a las zonas no utilizadas para los animales o para el almacenamiento de piensos o camas. Se debe informar a los investigadores si estos agentes se utilizan cerca de animales o cerca de su alimento o ropa de cama.
Se recomiendan sustancias relativamente inertes, como el aerogel de sílice o el polvo de ácido bórico, para ayudar a controlar los insectos rastreros (p. ej., cucarachas). La guía actualizada ha enfatizado las estrategias de manejo integral de plagas (MIP) que se enfocan en el cambio de hábitat, los métodos de exclusión y el monitoreo en tiempo real utilizando trampas no tóxicas y sistemas de seguimiento digital.
Durante la acreditación y las inspecciones reglamentarias, se hace cada vez más hincapié en el mantenimiento de registros de control de plagas, especialmente en la identificación de los puntos de entrada y las medidas de seguimiento.
Para más información
Hessler JR, Lehner NDM. Planning and Designing Research Animal Facilities. 1st ed. Elsevier/Academic Press; 2009.
Edstrom EK, Curran R. Quality assurance of animal watering systems. Lab Anim (NY).2003;32(5):32-35.
Peveler JL, Crisler R, Hickman D. Quality testing of autoclaved rodent drinking water during short-term and long-term storage. Lab Anim (NY). 2015;44(6):211-215.
Schoenberger JM, Prendergast BJ, Luchins KR, Theriault BR, Langan GP. Preference of escaped mice for live capture or glue traps and relevance to pest control programs. J Am Assoc Lab Anim Sci. 2023;62(1):38-47.
Referencias
Vidva R, Raza MA, Prabhakaran J, et al. MyVivarium: a cloud-based lab animal colony management application with real-time ambient sensing. Comput Struct Biotechnol J. 2025;27:612-623. doi:10.1016/j.csbj.2025.01.025
Runge S, von Zedtwitz S, Maucher AM, et al. Laboratory mice engrafted with natural gut microbiota possess a wildling-like phenotype. Nat Commun 2025;16:5301. doi:10.1038/s41467-025-60554-2
National Institutes of Health. “Wildling” mice could help translate results in animal models to results in humans. August 1, 2019.
Gaskill BN, Gordon CJ, Pajor EA, et al. Impact of nesting material on mouse body temperature and physiology. Physiol Behav. 2013;110-111:87–95. doi:10.1016/j.physbeh.2012.12.018
David JM. The Hidden Costs of Housing Practices: The Importance of Murine Cold-Stress to Science. Dissertation. University of California; 2014.
Hankenson FC, Marx JO, Gordon CJ, et al. Effects of rodent thermoregulation on animal models in the research environment. Comp Med. 2018;68:425-438. doi:10.30802/AALAS-CM-18-000049
Vialard F, Olivier M. Thermoneutrality and immunity: how does cold stress affect disease?Front Immunol. 2020;11:588387. doi:10.3389/fimmu.2020.588387
Appana B, Queen NJ, Cao L. Protocol to minimize the confounding effect of cold stress on socially isolated mice using thermoneutral housing. STAR Protoc. 2023;4:102533. doi:10.1016/j.xpro.2023.102533
Villiger P, Calvet C, Pastor-Arroyo EM, et al. Thermoneutral environment improves mouse welfare and reduces stress in metabolic cages. Lab Anim (NY). 2025;54:303-312. doi:10.1038/s41684-025-01618-0
Dauchy RT, Hanifin JP, Brainard GC, et al. Light: an extrinsic factor influencing animal-based research. J Am Assoc Lab Anim Sci. 2024;63:116-147. doi:10.30802/AALAS-JAALAS-23-000089
NIH Division of Technical Resources. Lighting design considerations for animal research facilities. Tech News Bull. 2024;147.
