A pesar de que la mayoría de los roedores, algunos conejos y relativamente menos perros, gatos y primates no humanos (NHP) criados comercialmente pueden obtenerse libres de ciertos agentes infecciosos (es decir, «libres de patógenos específicos»), las colonias de animales residentes deben ser monitoreadas para detectar enfermedades naturales. Los investigadores deben tener fácil acceso a la información sobre el estado de salud de sus animales de investigación y deben ser alertados de los cambios y brotes de inmediato.
Los centros de investigación con animales utilizan un programa basado en el riesgo. Si la vacunación pudiera confundir un estudio (p. ej., inmunología, metabolismo), los animales libres de patógenos específicos (SPF, specific-pathogen-free) podrían no vacunarse y protegerse mediante biocontención. Si existe riesgo de exposición (tráfico de personal, uso docente, transporte, mezcla de colonias) o un requisito legal (p. ej., rabia), los animales son vacunados, y esto queda documentado en el historial médico o en el expediente del IACUC.
Además del monitoreo de enfermedades infecciosas, un programa de garantía de calidad debe monitorear la integridad genética, especialmente para las cepas de ratones endogámicos que se producen y mantienen en las instalaciones de investigación. También debe monitorear los factores ambientales (calidad del alimento, el agua y la cama; eficacia de los programas de saneamiento; manejo y calidad del aire; iluminación; ruido; etc.) que pueden afectar la salud de la colonia.
El control de la salud de la colonia comprende un programa definido de evaluaciones físicas y de laboratorio regulares de los animales pertenecientes a una unidad, al igual que un sistema de notificación sobre la morbilidad y la mortalidad que permita la identificación a tiempo de los problemas potenciales. Las investigaciones exhaustivas de enfermedades, muertes y resultados experimentales inusuales en una colonia son partes esenciales de este programa. Consulte las tablas , y .
Selección de datos fisiológicos de animales de laboratorioa
Especie | Período de gestación (días) | Tamaño de la camada | Edad y tamaño corporal en la madurez sexual | Esperanza de vida típica (años) | Temperatura corporal promedio (°C, [°F]) | Frecuencia cardíaca (latidos por minuto) | Consumo diario de aguab |
|---|---|---|---|---|---|---|---|
Ratones | 19-21 | 4-12 | 6 semanas (20-30 g) | 1-3 | 37 (98,6) | 310-840 | 4-7 ml |
Ratas | 21-23 | 6-14 | 1,5-3 meses (0,2-0,3 kg) | 2-3 | 37,5 (99,5) | 300-500 | 8–11 ml/100 g |
Cobayas | 59-72 | 1-4 | 2-4 meses (0,4-0,6 kg) | 3-5 | 38 (100,4) | 230-380 | 10 ml/100 g |
Hámsteres Sirios | 15-18 | 4-10 | 2-4 meses (85-110 g) | 2-3 | 37 (98,6) | 280-410 | 30 ml |
Gerbiles | 25 | 2-9 | 3 meses (60-100 g) | 2–5 | 38 (100,4) | 250-600 | 4-7 ml/100 g |
Conejos | 30−32 | 4-12 | 5-6 meses (3-4 kg) | 5-7 | 39 (102,2) | 200-300 | 300-700 ml |
Monos ardilla | 150 | 1 | 2,5-3,5 años (0,6-1,1 kg) | 16-20 | 39 (102,2) | 300-380c | 70-110 ml |
Macacos Rhesus | 165–175 | 1-2 | 4-5 años (5-11 kg) | 15-30 | 39 (102,2) | 120-180c | 80 ml/kg |
a Consulte también la tabla . | |||||||
b Ingesta habitual de agua a libre voluntad (intervalo de referencia) para animales sanos, adultos, no preñados que reciben una dieta seca en condiciones termoneutras. Este valor varía según el índice de masa corporal, el número de animales por jaula, la humedad en el alimento, la temperatura, etc. | |||||||
c Resultados obtenidos bajo anestesia. | |||||||
Edad de inicio de la pubertad y vida reproductiva en los animales de laboratorio de uso común
Rata | Ratón | Cobaya | |
|---|---|---|---|
Edad de madurez sexual (semanas) | Machos: 6-10 Hembras: 8-12 | Machos y hembras: 6-8 | Machos y hembras: 10-12 |
Vida reproductiva (meses) | Machos y hembras: 9-12 | Machos y hembras: 9 | Machos y hembras: 24 |
Ciclos reproductivos femeninos en animales de laboratorio de uso común
Rata | Ratón | Cobaya | |
|---|---|---|---|
Duración del ciclo estral (días) | 4-5 | 4-5 | 16 |
Duración del estro (horas) | 10-20 | 10-20 | 6–11 |
Aparición del estro hasta la ovulación (horas) | 8-11 | 2-3 | 10 |
Vida de fértil del óvulo (horas) | 10–15 | 15 | 8–26 |
Vida de fértil de los espermatozoides en el aparato femenino (horas) | 14 | 6 | 20–22 |
Presencia de tapón copulatorio en el tracto femenino (horas) | 12–24 | 18–48 | 9–18 |
Tasa de ovulación (cantidad de óvulos) | 10-20 | 6-10 | 3-4 |
Pseudogestación (días) | 12 | 12 | NCa |
aNC, no corresponde. | |||
Si bien se aplican ciertos principios generales, se debe desarrollar un programa específico para monitorizar la salud de cada especie mantenida en una instalación. Por ejemplo, todos los NHP suelen estar en cuarentena y aislados a su llegada. Se deben realizar exploraciones físicas, pruebas de tuberculina (la norma es la prueba intradérmica de párpados con tuberculina antigua de mamíferos), radiografías y pruebas hematológicas iniciales y otras pruebas de patología clínica.
Los ensayos serológicos basados en el sistema inmunitario son una alternativa o un complemento de la detección de tuberculosis porque los animales son monitoreados para detectar el virus B (también conocido como herpesvirus 1 de macacos, herpesvirus 1 de cercopitecinas y herpesvirus simiae), retrovirus de simios y otros agentes, según la especie de NHP y el estado del patógeno deseado.
En el momento de redactar este artículo, las mejores prácticas para los NHP incluyen el uso de ensayos moleculares basados en PCR junto con pruebas serológicas para detectar patógenos virales y bacterianos clave. Los paneles de detección a menudo incluyen el virus de la inmunodeficiencia de los simios (SIV, simian immunodeficiency virus), el virus de la leucemia de células T de los simios (STLV, simian T-cell leukemia virus), el virus espumoso de los simios y patógenos entéricos como Shigella spp., Salmonella spp. y Escherichia coli patógena. El condicionamiento conductual se utiliza cada vez más para disminuir el estrés y mejorar los medios por los que se obtienen muestras (p. ej., sangre, orina). Las instituciones también hacen hincapié en el uso estricto de equipos de protección personal y en la bioseguridad debido al potencial zoonótico de ciertos agentes infecciosos.
Los NHP deben ser liberados de la cuarentena solo después de que se hayan determinado tanto su estado de salud como su idoneidad para la investigación. Además, los NHP deben someterse a exámenes periódicos de vigilancia de la salud, cada uno de los cuales consta de elementos definidos. Dependiendo de la naturaleza y el valor de la colonia y del uso de la investigación, las pruebas de detección pueden variar en frecuencia desde trimestrales hasta semestrales o anuales.
Para ratas y ratones mantenidos en colonias, los programas para el seguimiento de enfermedades puede consistir en cualquiera o todos los siguientes:
vigilancia del vendedor
evaluación de cuarentena y aislamiento
evaluación clínica y post mortem en curso durante un estudio;
combinación de muestreo ambiental y programas de animales centinela vivos;
evaluación al final de un estudio.
Además, todos los tumores, células u otros inóculos biológicos trasplantables destinados al pase en animales deben someterse a cribado para detectar patógenos murinos y zoonóticos o a prácticas de manejo de colonias que permitan aislar adecuadamente a los animales que reciben estos materiales. Las pautas actuales hacen hincapié en el uso de la PCR para el cribado de patógenos y de paneles de detección de micoplasma para todos los materiales biológicos antes de su transferencia.
La necesidad ocasional y justificada de obtener animales de fuentes menos definidas, como la colonia de un investigador en otra institución o de otra fuente insuficientemente caracterizada, es motivo de especial preocupación para la salud de la colonia. Las instituciones exigen cada vez más acuerdos de transferencia de materiales (MTA, Material Transfer Agreement) y documentación del estado sanitario antes de aceptar a estos animales.
La presencia de agentes infecciosos en tumores trasplantables, en otros materiales biológicos o procedentes de fuentes animales no comerciales puede representar una amenaza grave para las colonias residentes y el personal. Se recomiendan protocolos de barrera reforzados y la rederivación mediante transferencia de embriones o cesárea para líneas valiosas de roedores procedentes de fuentes no comerciales.
El uso adecuado de la tecnología de jaulas con tapa, con filtro superior, impide la transmisión de agentes infecciosos de jaula a jaula en las colonias de roedores, lo que minimiza la transmisión de enfermedades enzoóticas y protege a los animales que nunca han sido expuestos de las epizootias. Sin embargo, las jaulas con tapa con filtro superior presentan desafíos para los programas de vigilancia sanitaria. Debido a que la mayoría de las enfermedades de los roedores de laboratorio no causan signos clínicos, y debido a que la tasa de rotación de los roedores de investigación puede ser alta e impredecible, el estándar para el monitoreo de la salud se basó en la premisa de que los agentes infecciosos se transmitían a través del lecho contaminado a los roedores centinela que se sometieron a pruebas para detectar una variedad de patógenos. Esta exposición indirecta no es óptima para la detección de muchos patógenos bacterianos, agentes transmitidos por aerosoles verdaderos y ácaros del pelaje.
Las tendencias actuales favorecen el muestreo ambiental directo (p. ej., el análisis por PCR del polvo del aire de extracción y los hisopos de superficie) frente a los métodos tradicionales de centinelas con cama sucia, ya que permiten una detección de patógenos más sensible y oportuna. Los agentes que se excretan intermitentemente, aquellos con una ventana única de excreción autolimitante, aquellos que requieren una dosis alta para ser infecciosos y aquellos que son inestables en el entorno son difíciles de detectar en la cama sucia.
Antes del uso generalizado de las jaulas con tapa, con filtro superior, los centinelas destinados a tal uso en jaulas abiertas se exponían fácilmente a partículas de fómites en el aire y aerosoles verdaderos de animales infectados en la colonia. Los propios centinelas pueden añadir factores de confusión si su edad o antecedentes genéticos los hacen relativamente resistentes a algunas infecciones. Las estrategias de monitoreo sin centinelas y los tableros digitales que integran métricas de salud se utilizan cada vez más en instalaciones de alta contención. En el caso de los peces pequeños en sistemas acuáticos, el sumidero proporciona información útil para el monitoreo de la salud.
Los principales desafíos contemporáneos para la salud de los roedores de investigación —en particular de los ratones— son los norovirus, los parvovirus, Helicobacter spp., los oxiuros y los ácaros del pelaje que infectan o infestan las colonias. Estos agentes pueden alterar los procesos biológicos e introducir variaciones en los datos de investigación. Se cree que estos agentes, junto con el virus de la hepatitis del ratón, han logrado entrar en las colonias de investigación principalmente a través del intercambio entre instituciones de ratones vivos de genotipos únicos. La situación se complica por la incapacidad de los programas de cuarentena para detectar y excluir de forma fiable estos agentes. Sin embargo, un conjunto de pruebas sustanciales, convincentes y anecdóticas sugiere que las dietas no esterilizadas podrían ser una fuente de introducción de algunos patógenos (p. ej., el parvovirus del ratón).
Pros y contras
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El norovirus murino es el virus más difundido en las colonias de ratones domésticos. El virus se describió en 2003, pero es probable que existiera en ratones de investigación durante décadas antes de eso. El parvovirus del ratón se descubrió definitivamente 10 años antes. Se siguen detectando nuevos agentes, como el parvovirus renal de ratón y el astrovirus murino. Estos agentes causan infección subclínica entre los ratones inmunocompetentes, pero pueden causar enfermedades o tener efectos desconocidos en ratones con disfunción inmunitaria.
Las infecciones pueden variar entre instituciones y dentro de las habitaciones individuales, lo que requiere evaluaciones de salud más localizadas. La secuenciación de próxima generación, junto con el análisis metagenómico de tipo «shotgun» (escopeta) no dirigido, se utiliza cada vez más para detectar y caracterizar agentes microbianos previamente no documentados en colonias de roedores. Estos métodos permiten la elaboración de perfiles de comunidades microbianas de alta resolución, lo que detecta cambios en la microbiota que podrían confundir los resultados experimentales, las infecciones latentes y el descubrimiento de virus, incluso en colonias designadas como libres de patógenos específicos.
El uso de ratones con niveles cada vez más extremos de inmunosupresión se ha asociado con un resurgimiento de las tasas de morbilidad y mortalidad causadas por Corynebacterium bovis. C. bovis puede causar enfermedades importantes de la piel, como alopecia e hiperqueratosis, en ratones inmunodeficientes y puede transmitirse a través de fómites, aerosoles y contacto, lo que hace que sea fundamental contar con medidas estrictas de bioseguridad. Esta bacteria, junto con ciertos virus sin envoltura, como el norovirus murino y los parvovirus, puede persistir durante largos períodos en ratones sanos y puede contaminar y permanecer infecciosa en el medio ambiente durante meses, lo que los hace ideales para sobrevivir incluso en colonias mantenidas en sistemas de jaulas con tapa filtrante.
La transferencia embrionaria por fecundación in vitro o cesárea más tradicional es una herramienta importante en la exclusión de patógenos; sin embargo, también puede contribuir a la reducción de la diversidad genética y del microbioma, con posibles reverberaciones en muchos procesos biológicos, comportamientos y repetibilidad experimental. La pérdida de microbiota nativa puede influir en el desarrollo del sistema inmunitario y en los fenotipos metabólicos. Las estrategias para restaurar la complejidad del microbioma, como la transferencia de embriones a madres sustitutas con comunidades microbianas definidas, están ganando terreno en el manejo de colonias.
Para más información
Albers TM, Henderson KS, Mulder GB, et al. Pathogen prevalence estimates and diagnostic methodology trends in laboratory mice and rats from 2003 to 2020. J Am Assoc Lab Anim Sci. 2023;62:229-242.
Sorzano COS, Sanchez I, Naranjo A. Statistical design for health monitoring in laboratory animal facilities using sentinel animals. Lab Anim. 2024;58:345-353.
Balansard I, Cleverley L, Cutler KL, Spångberg MG, Thibault-Duprey K, Langermans JAM. Revised recommendations for health monitoring of non-human primate colonies (2018): FELASA Working Group Report. Lab Anim. 2019;53(5):429-446.
Lupini L, Bassi C, Guerriero P, Raspa M, Scavizzi F, Sabbioni S. Microbiota and environmental health monitoring of mouse colonies by metagenomic shotgun sequencing. World J Microbiol Biotechnol. 2022;39(1):37.
Lee VK, David JM, Huerkamp MJ. Micro- and macroenvironmental conditions and stability of terrestrial models. ILAR J. 2020;60:120-140. doi:10.1093/ilar/ilaa013
