Exploración física de reptiles
El diagnóstico y el tratamiento adecuado de las enfermedades de los reptiles requieren una sujeción adecuada y la realización de una variedad de técnicas clínicas. Aunque los principios son similares a los utilizados para los animales domésticos, existen una serie de peculiaridades específicas de los reptiles. Es posible observar especímenes tranquilos sin restricciones, lo que permite evaluar el comportamiento, la locomoción y los trastornos neurológicos obvios (por ejemplo, cojera, parálisis, paresia e inclinación de la cabeza). La observación de reptiles dentro de su entorno habitual es particularmente valiosa y debe realizarse siempre que sea posible.
La forma en que se sujeta a los reptiles para la exploración física depende en gran medida de su temperamento. Las especies nerviosas o agresivas se sujetan mejor utilizando toallas, ganchos de serpiente, recipientes de plástico transparente y tubos de sujeción. Los guanteletes disminuyen de forma importante la sensibilidad táctil del veterinario, pero pueden ser necesarios cuando se trata de lagartos grandes o cocodrilos agresivos de tamaño pequeño a mediano. Cuando se trata de reptiles grandes o potencialmente peligrosos, el personal veterinario, los cuidadores de zoológicos y los propietarios privados deben considerar cuidadosamente su propia seguridad.
En muchos casos, los agentes químicos pueden agilizar los procedimientos y disminuir considerablemente los riesgos tanto para el reptil como para sus cuidadores humanos. Dados los avances en la sedación y la anestesia de los reptiles, incluso los ejemplares más manejables se pueden preferentemente sedar o anestesiar para procedimientos que de otra manera tomarían más tiempo y causarían estrés o malestar innecesarios en el paciente. Sin embargo, los sedantes y anestésicos podrían afectar los resultados clínicos, especialmente los resultados de las pruebas hematológicas, y se deben tener en cuenta cuando se evalúen los resultados.
La decisión de examinar un reptil potencialmente peligroso debe tomarse teniendo en cuenta los requisitos legislativos y de seguridad. Ningún Testudines (tortugas y galápagos) está legalmente clasificado como peligroso; sin embargo, varias especies (por ejemplo, las tortugas mordedoras, Chelydridae) tienen una mordedura feroz que las convierte en oponentes formidables. Además, la Convention on International Trade in Endangered Species of Wild Fauna and Flora (CITES) también puede tener implicaciones para los reptiles que se pueden tener como mascotas (vea los apéndices 1 y 2). Incluso algunas especies de mascotas comunes (por ejemplo, las serpientes del maíz) pueden ser ilegales en algunas áreas endémicas, mientras que las serpientes venenosas nativas se pueden capturar libremente porque se consideran alimañas o plagas (vea la ).
Los riesgos de las zoonosis transmitidas por reptiles probablemente no son mayores que para otros grupos de animales, y la higiene personal básica después de manipular a los reptiles minimizará estos riesgos. Las principales zoonosis relacionadas con los reptiles son la infección por Salmonella, Pseudomonas, Mycobacterium, Cryptosporidium y Rickettsia spp. y pentastómidos (parásitos pulmonares arácnidos). El principal riesgo para la salud pública son los reptiles portadores de Salmonella spp., y se aconseja al veterinario que proporcione una copia de la declaración de política y el folleto para el propietario sobre este tema elaborado por la Association of Reptilian and Amphibian Veterinarians.
Los reptiles se deben pesar con precisión. El peso exacto es importante para evitar muertes por sobredosis de medicamentos, particularmente anestésicos y aminoglucósidos. Además, las mediciones seriadas del peso permiten valorar el crecimiento y el manejo en cautividad, la respuesta al tratamiento y la progresión o resolución de la enfermedad. Relacionar el peso corporal con la longitud y la conformación proporciona una valoración de la condición corporal. Es importante mencionar la longitud del hocico y la boca de los lagartos y especialmente de las serpientes, porque como resultado se puede calcular la posición y el crecimiento de los órganos. La condición corporal de los quelonios se basa en relacionar el peso total con la longitud del caparazón o el volumen corporal.
La transiluminación del celoma con una fuente de luz fría puede emplearse para visualizar las estructuras internas de los lagartos y las serpientes pequeños, y es particularmente útil para confirmar las sospechas de impactaciones y cuerpos extraños. Se debe tener cuidado si se usa una fuente de luz caliente (p. ej., un foco incandescente), debido a la posibilidad de quemaduras.
La auscultación de los reptiles es difícil y con frecuencia ineficaz. Los estetoscopios electrónicos con una gasa humedecida entre el caparazón o las escamas y el diafragma del estetoscopio pueden ser útiles. La ecografía Doppler es particularmente útil para determinar la frecuencia cardíaca en reptiles.
Examen físico de serpientes
Antes de abrir la bolsa de transporte para sacar a una serpiente agresiva o de carácter desconocido, se debe identificar y sujetar la cabeza (vea la agresiva). En general, la cabeza de la serpiente se sostiene detrás del occipucio (parte trasera del cráneo) usando el pulgar y el dedo medio para sostener las caras laterales del cráneo. El dedo índice se coloca encima de la cabeza. La otra mano se usa para sostener el cuerpo.
De esta manera, la sujeción de la cabeza de la serpiente, sostiene la unión cráneo-cervical, la cual, al tener un solo occipucio, puede ser propensa a la luxación. Cuando se trata de boidos grandes, se requiere un segundo, tercer o incluso cuarto manipulador para sostener el cuerpo durante la exploración. Sedar a una serpiente grande y belicosa suele ser más seguro y conveniente que arriesgarse a lesionar a la serpiente, al propietario o al personal.
Las especies no venenosas se deben sostener con una, dos o más manos, según el tamaño. Las serpientes nerviosas o agresivas se pueden inmovilizar usando tubos de plexiglás o se pueden sedar antes del examen. El clínico debe intentar medir el tono muscular, la propiocepción y la movilidad. Las serpientes con enfermedades sistémicas suelen estar flácidas, sin fuerza y menos móviles. Para valorar la función neurológica se pueden examinar el porte de la cabeza, la postura corporal, el tono cloacal, la propiocepción, el pellizco cutáneo y los reflejos papilares y de enderezamiento.
Todo el tegumento, especialmente la cabeza y las escamas ventrales, se debe examinar a fondo para detectar disecdisis (muda deficiente), traumatismos, parasitosis (especialmente por el ácaro de la serpiente, Ophionyssus natricis y garrapatas) y procesos infecciosos. Si está disponible, también se debe examinar cualquier muda reciente para detectar retención de escamas oculares. La presencia de crestas y carpas en la piel puede indicar caquexia o deshidratación; las garrapatas y los ácaros pueden congregarse en los pliegues cutáneos, fosas infraorbitarias, fosas nasales y bordes corneales. Las fosas infraorbitarias (cuando están presentes) y las fosas nasales deben estar libres de secreciones o piel retenida.
Los ojos deben estar limpios, a menos que la ecdisis sea inminente. Las escamas oculares, formadas a partir de los párpados transparentes fusionados que cubren la córnea, deben ser lisas y deben desprenderse cuando se desprende la piel; cualquier arruga en las escamas oculares suele indicar la presencia de escamas oculares retenidas. El líquido subespectacular drena a través de un conducto hacia el techo craneal del maxilar. Cuando se bloquea, la acumulación de líquido causa una tumefacción subespectacular que a menudo acaba infectándose. La lesión de la córnea subyacente puede provocar panoftalmitis e inflamación ocular. El absceso retrobulbar ocasiona la protrusión de un globo de tamaño normal. Otras patologías oculares pueden incluir uveítis, lipidosis corneal y cuerpos extraños, como astillas de madera u otros cuerpos extraños.
Para examinar a las serpientes, el veterinario palpa la cabeza y el cuerpo en dirección de craneal a caudal en busca de hinchazones, heridas y otras anomalías. La posición de cualquier anomalía interna, determinando la distancia desde el hocico e interpretada como un porcentaje de la longitud hocico-abertura, permite una evaluación de la posible afectación del órgano. Las serpientes recién alimentadas tienen un engrosamiento en la parte media del cuerpo causada por la presencia de la presa dentro del estómago; la manipulación de estos individuos puede provocar la regurgitación. Pueden palparse folículos preovulatorios, huevos, heces, órganos aumentados y masas. La cloaca puede examinarse utilizando un otoscopio específico o mediante palpación digital.
El examen de la cavidad bucal a menudo se deja para el final, porque muchas serpientes se resisten a esta manipulación. Sin embargo, incluso antes de abrir la boca, se debe observar que la lengua entre y salga de la muesca labial (pequeño surco en el labio superior) con regularidad. Se puede abrir la boca suavemente con una espátula de plástico o de madera para permitir la evaluación del color de la mucosa y la cavidad bucal, y detectar posibles edemas mucosos, ptialismo, hemorragias, necrosis o exudados espesos. Los depósitos blancos puede indicar el exceso de ácido úrico debido a gota visceral. La cavidad bucal, incluida la laringe, debe examinarse en busca de hemorragias, cuerpos extraños, parásitos y secreciones. La respiración con la boca abierta es a menudo un indicador de disnea grave. Se debe tener en cuenta la permeabilidad de las narinas internas y el estado de los dientes polifiodontes (reemplazados continuamente).
Exploración física de los lagartos
Los lagartos varían considerablemente en tamaño, fuerza y temperamento; por lo tanto, se requieren diversas técnicas de manipulación. El tegus y los varanos son conocidos por sus fuertes mordeduras, mientras que otras especies, particularmente la iguana verde, son mucho más propensas a usar las garras y la cola en defensa propia. El principal problema cuando se manejan pequeños lagartos es sujetarlos antes de que huyan.
Los lagartos se deben transportar en una bolsa de tela bien atada, de modo que se pueda identificar su posición y sujetar al animal antes de abrir la bolsa. Si es posible, los lagartos se deben observar sin sujeción para obtener una frecuencia respiratoria inicial y comprobar si hay problemas neurológicos. Se puede permitir que los lagartos tranquilos caminen alrededor de la mesa de exploración o en el suelo. Sin embargo, si existe alguna preocupación sobre la seguridad de la mascota o del adiestrador, o sobre la posibilidad de que la mascota escape, el lagarto debe colocarse en un recinto de plástico grande durante la observación.
La mejor manera de sujetar a los lagartos grandes es presionando las extremidades delanteras caudal y lateralmente contra el celoma, y las extremidades posteriores caudal y lateralmente contra la base de la cola. Las extremidades nunca deben colocarse sobre la columna, ya que pueden producirse fracturas y luxaciones. Los lagartos nerviosos pueden envolverse en una toalla para facilitar la sujeción. Los lagartos más pequeños se pueden sujetar alrededor de la cintura pectoral, manteniendo las extremidades delanteras contra el celoma, aunque se debe tener cuidado de no alterar los movimientos respiratorios.
Un lagarto nunca debe agarrarse por la cola, porque muchas especies pueden desprenderse de ella (autotomía) en un intento de evadir la captura (vea la ).
Perlas y trampas
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Restringir la visión de un lagarto (por ejemplo, colocándole una toalla sobre la cabeza) suele ser la forma más sencilla de facilitar la manipulación y el examen. Una técnica de sujeción útil para las iguánidas o los varanos consiste en utilizar la respuesta vasovagal; una presión digital suave aplicada sobre ambas órbitas hace que muchos lagartos entren en un estado de estupor que puede durar hasta 45 min (o hasta que se aplique un estímulo doloroso o ruidoso). Esta técnica permite la apertura de la boca de forma suave sin necesidad de aplicar fuerza.
El tegumento se debe examinar en busca de parásitos (ácaros y garrapatas) y traumatismos debidos a peleas, apareamiento y quemaduras. A diferencia de las serpientes que mudan la piel de una sola pieza, los lagartos tienden a mudar la piel en varios pedazos. Clásicamente, se produce disecdesis y retención cutánea alrededor de los dedos y la cola, causando necrosis isquémica. El pliegue extenso de la piel y la formación de bolsas pueden indicar caquexia y deshidratación.
La cabeza debe examinarse para detectar una conformación anormal. La boca se puede abrir usando una espátula roma, preferiblemente flexible, o aplicando una ligera presión sobre la papada. La cavidad bucal, incluida la laringe, debe examinarse a fondo en busca de evidencia de traumatismo, infección, neoplasia y edema, especialmente edema faríngeo. Se debe evaluar la extensión interna de cualquier abrasión en el rostro. Las fosas nasales, los ojos y las escamas timpánicas deben estar limpias y libres de secreciones. La presencia de material blanco seco alrededor de las fosas nasales de algunos lagartos iguánidos es normal, porque excretan sal a través de glándulas nasales especializadas. El rostro debe examinarse en busca de traumatismos, a menudo causados por intentos repetidos de fuga de un terrario mal diseñado o por evadir a otros animales dominantes del mismo recinto. La cabeza, el cuerpo y las extremidades deben palparse en busca de masas o tumefacciones, que pueden ser abscesos o trastornos metabólicos óseos.
Los lagartos que padecen hipocalcemia grave e hiperfosfatemia pueden presentar temblores periódicos y fasciculaciones musculares. La cavidad corporal celómica de la mayoría de los lagartos puede palparse suavemente. Los alimentos y la materia fecal dentro del tracto GI, los cuerpos grasos, el hígado, los óvulos y los huevos suelen ser palpables. También pueden observarse cálculos quísticos, fecolitos, riñones agrandados, impactaciones, retención de huevos u óvulos y masas celómicas anormales.
La cloaca debe examinarse visual y digitalmente, y no debe tener manchas fecales. En las iguánidas grandes, la renomegalia puede apreciarse por palpación cloacal digital. La alta incidencia de distocia en los lagartos requiere la identificación del sexo durante el examen. Muchas especies de lagartos presentan dimorfismo sexual, aunque la determinación del sexo de los juveniles puede ser difícil.
Exploración física de tortugas terrestres, tortugas terrestres y tortugas acuáticas
Las tortugas pequeñas y medianas no son difíciles de manejar, aunque su fuerza y se falta de cooperación pueden dificultar la exploración (vea la imagen de ). Sostener pacientemente a la tortuga con la cabeza hacia abajo ayudará a menudo a que los individuos tímidos saquen la cabeza. La colocación del pulgar y el dedo medio detrás de los cóndilos occipitales evita la retracción de la cabeza. Sin embargo, con especies más grandes, puede ser físicamente imposible evitar que un individuo fuerte se libere. En esos casos, puede ser necesaria la sedación o la anestesia.
Las especies acuáticas más agresivas deben mantenerse en la parte posterior del caparazón. Algunas especies (p. ej., las tortugas mordedoras) tienen cuellos largos y una mordedura extremadamente potente, por lo que requieren gran cautela durante su manipulación. Ciertas especies también tienen bisagras funcionales en la parte frontal y/o posterior del plastrón, y se debe tener cuidado de no pillarse un dedo cuando la bisagra se cierra.
El examen de la cabeza debe incluir las fosas nasales en busca de secreciones y el pico en busca de daños y crecimiento excesivo. Los párpados deben estar abiertos y no inflamados, y los ojos deben estar claros y brillantes. Con frecuencia se pueden presentar conjuntivitis, ulcera corneal y opacidades. Las escamas timpánicas deben examinarse para detectar signos de tumefacción indicativos de abscesos auriculares.
La aplicación de una presión constante en los aspectos laterales del maxilar y la mandíbula, mientras se extiende simultáneamente el cuello, puede abrir la boca, y se puede insertar una mordaza bucal para evitar que la cierre. Los quelonios agresivos, por lo general especies acuáticas, a menudo amenazan abriendo la boca, lo que proporciona una buena oportunidad para examinar la cavidad bucal con una mínima manipulación. La coloración de la membrana mucosa suele ser pálida; la hiperemia puede estar asociada con septicemia o toxemia. La ictericia es rara, pero puede producirse con biliverdinemia debido a una enfermedad hepática grave. Los depósitos pálidos dentro de las membranas orales pueden estar asociados a una infección o tofos de uratos relacionados con gota visceral. La laringe está situada en la parte posterior de la lengua carnosa y puede ser difícil de ver; sin embargo, es importante comprobar si hay inflamación y descargas glóticas compatibles con una enfermedad respiratoria.
El pene y el prepucio deben estar libres de lesiones. Las especies acuáticas parecen ser más sensibles a la dermatitis micótica superficial y profunda, especialmente alrededor de la cabeza, el cuello y las extremidades. Las extremidades retraídas se pueden extender desde el caparazón de los quelonios de tamaño pequeño a mediano aplicando una tracción constante. Debido a que el espacio celómico dentro del caparazón está restringido, al forzar suavemente las extremidades posteriores hacia el interior del caparazón a menudo se produce una protrusión parcial de las extremidades anteriores y la cabeza, y viceversa. Se puede usar una cuña o una mordaza para evitar el cierre completo de una bisagra. Ningún quelonio cerrará una bisagra de su propia extremidad extendida.
El tegumento debe examinarse en busca de parásitos (especialmente garrapatas y gusanos), disecdesis, traumatismos e infecciones que puedan surgir debido a los ataques de los depredadores. Los conflictos agresivos y los traumatismos por el cortejo también deben considerarse en animales que viven en grupos. Las fracturas de las extremidades son menos frecuentes en los quelonios que en otros reptiles, pero cuando se producen, a menudo son consecuencia de un manejo brusco, caídas e hiperparatiroidismo nutricional secundario. Las tumefacciones subcutáneas localizadas suelen ser abscesos, pero las articulaciones o las extremidades muy tumefactas son con mayor frecuencia casos de fractura, osteomielitis o artritis (séptica o gota).
Las fosas prefemorales (espacios delante de las extremidades posteriores a cada lado) deben palparse con el quelonio sostenido verticalmente, con la cabeza hacia arriba. Mecer suavemente al animal puede permitir la palpación de huevos, cálculos quísticos u otras masas celómicas. Debe examinarse la presencia de durezas, mala conformación, traumatismo o infección en el caparazón. Los neonatos deben tener conchas blandas y poco mineralizadas, pero se endurecen rápidamente a menos que el hiperparatiroidismo nutricional secundario sea el resultado de la deficiencia de calcio en la dieta, el exceso de fósforo o la falta de iluminación de espectro completo. La piramidación de la cáscara parece estar más asociada con una humedad inapropiada que con desequilibrios dietéticos, pero probablemente es multifactorial. La infección del caparazón puede presentarse como debilitamiento y ablandamiento de los escudos con eritema, petequias, descargas purulentas o caseosas y mal olor.
Los prolapsos a través de la cloaca son obvios, pero es necesario determinar las estructuras afectadas. Los prolapsos pueden incluir tejido cloacal, glándula del caparazón, colon, vejiga o falo. Se recomienda la exploración interna (mediante palpación digital y un endoscopio) y el diagnóstico por imagen.
Anestesia y analgesia en reptiles
Para algunos procedimientos menores (p. ej., muestreo de sangre), la sujeción física puede ser todo lo que se requiera. Esto se puede potenciar mediante técnicas de inmovilización temporal como el decúbito dorsal, la disminución de la intensidad de la luz o la presión ocular suave (respuesta vasovagal). Para procedimientos más invasivos y dolorosos, se debe utilizar sedación o anestesia general. Aunque existen considerables diferencias anatómicas, fisiológicas y farmacológicas entre los reptiles, se pueden aplicar algunas pautas generales. Por lo tanto, lo que sigue pretende ser una aproximación práctica, en lugar de una revisión exhaustiva, a la analgesia y anestesia en reptiles, que se encuentra en Divers and Stahl's Mader's Reptile and Amphibian Medicine and Surgery (2019).
Dos novedades son el uso de anestesia raquídea en quelonios y la anestesia IV total en una variedad de especies. La inyección de anestésicos locales (por ejemplo, morfina, lidocaína) en el espacio intratecal produce una analgesia profunda, con o sin pérdida de la función motora. Esto ha demostrado ser útil para la cirugía de las extremidades pélvicas y de la cloaca. La anestesia IV total se administra en forma de CRI IV o intraósea (generalmente con alfaxalona o propofol) para mantener la anestesia sin la necesidad de medicamentos inhalados.
Evaluación y estabilización preanestésica de los reptiles
Todos los reptiles hospitalizados deben mantenerse dentro de su zona de temperatura óptima preferida (ZTOP) en todo momento para minimizar la perturbación fisiológica y facilitar la absorción y eliminación del fármaco para la recuperación. Aunque la hipotermia reducirá el movimiento, no proporciona analgesia y, por lo tanto, suele ser inaceptable como forma de proporcionar anestesia. La hipotermia también puede afectar drásticamente la farmacocinética de cualquier fármaco administrado y prolongar mucho la recuperación.
Se debe realizar una exploración clínica completa y pesar con precisión al animal, aunque esto puede que no sea práctico o posible en algunos casos. Se debe evaluar el estado de hidratación de todos los reptiles, especialmente si están debilitados o después de la hibernación. Para los procedimientos electivos (p. ej., la esterilización), los animales con bajo peso, deshidratados o debilitados se deben proporcionar los cuidados adecuados durante días, semanas o meses hasta que su estado mejore. Para la cirugía no selectiva, la deshidratación debe corregirse antes de la anestesia. Incluso el reptil más moribundo, con huevos, suele beneficiarse de la estabilización durante 24-48 horas antes de la cirugía. Los reptiles que no se han estabilizado antes de la cirugía pueden llegar a morir intra- o posoperatoriamente.
Aunque los líquidos orales se administran de forma menos invasiva y proporcionan el método fisiológicamente más normal de rehidratación, son suficientes solo para animales levemente deshidratados y están contraindicados inmediatamente antes de la cirugía debido a los riesgos asociados con la regurgitación y la aspiración. Los líquidos intracelómicos son más adecuados; sin embargo la absorción puede llevar muchas horas y su uso es problemático si está previsto llevar a cabo una celiotomía o una celioscopia. Para los pacientes quirúrgicos deshidratados, se debe administrar fluidoterapia IV o intraósea antes, durante y después de la cirugía, según sea necesario.
Los reptiles deben estar en ayunas antes de toda cirugía electiva para evitar la compresión de los pulmones asociada con las comidas copiosas y la posible regurgitación. El ayuno depende del régimen de alimentación del reptil, pero en general se debe omitir un ciclo de alimentación antes de la cirugía. La premedicación con midazolam en combinación con un opiáceo (por ejemplo, hidromorfona) se recomienda comúnmente para la mayoría de las cirugías de reptiles (consulte la tabla ).
Inducción anestésica de reptiles
El propofol IV o intraóseo o la alfaxalona proporcionan un modo de inducción rápido y controlado. Ambos fármacos son relativamente no tóxicos y el riesgo de tromboflebitis disminuye si se inyectan accidentalmente por vía perivascular. Esto es particularmente preocupante, ya que el acceso IV puede ser relativamente difícil en reptiles, especialmente en animales activos sanos que se someten a procedimientos programados.
Si el acceso intravenoso no es práctico o es peligroso intentarlo, se pueden utilizar fármacos administrados IM para inducir una restricción química suficiente para la intubación. Para las inyecciones intramusculares en lagartos y quelonios, se recomiendan los músculos de las extremidades anteriores, mientras que para las serpientes, se usan los músculos epaxiales. Una combinación IM de ketamina, dexmedetomidina e hidromorfona ha demostrado ser eficaz para una variedad de quelonios; pudiendo revertirse fácilmente empleando atipamezol y, si es necesario, naloxona o naltrexona. La alfaxalona también es eficaz cuando se administra por vía IM en dosis más altas.
Los reptiles escamosos también se pueden inducir empleando anestésicos administrados mediante inhalación en una cámara de inducción, o mediante mascarilla. La inducción puede tardar de 10 a 30 minutos en los lagartos y serpientes que cooperan. La retención de la respiración es común en tortugas y cocodrilos y hace que la inducción por inhalación sea poco práctica. Se recomienda la intubación de los pacientes conscientes después del aerosol local de lidocaína, pero siempre se deben considerar los efectos adversos asociados al aumento del estrés y la liberación de catecolaminas que provoca la intubación en estado de vigilia. También existe el peligro potencial de ser mordido.
Mantenimiento de la anestesia en reptiles
El isoflurano y el sevoflurano son los agentes de elección para el mantenimiento de la anestesia. Estos agentes inhalatorios volátiles tienen modos de acción más rápidos, son más controlables y facilitan recuperaciones más rápidas que la mayoría de las alternativas. Además, su falta de dependencia del metabolismo hepático o de la excreción renal disminuye el riesgo anestésico para los reptiles debilitados o aquellos con una función renal o hepática alterada.
Analgésicos, sedantes y anestésicos usados en reptiles
Fármaco | Dosis y vía | Comentarios |
|---|---|---|
Morfina | 1-5 mg/kg, IM, SC, cada 24 h 10 mg/kg, IM, SC, cada 24 h | Quelonios (tortugas de orejas rojas) Lagartos (dragones barbudos) No es analgésico para serpientes. Causa depresión respiratoria pronunciada en las tortugas. |
Hidromorfona | 0,5 mg/kg, IM, SC, cada 24 h | Quelonios: parecen causar menos depresión respiratoria que la morfina |
Tramadol | 5-10 mg/kg, por vía oral, cada 2-3 d | Quelonios (tortugas de orejas rojas); menos depresión respiratoria que la morfina |
Meloxicam | 0,1-0,4 mg/kg, IV, IM, SC, cada 24-48 h | La mayoría de las especies: |
Ketamina | 10-25 mg/kg; combinado con dexmedetomidina, 0,05-0,1 mg/kg; e hidromorfona, 0,5 mg/kg, IM (o dosis del 50 %, IV) | Sedación/anestesia profunda en muchos quelonios. Revertir con atipamezol (0,5 mg/kg, IM) y, si es necesario, naloxona (0,1 mg/kg, IM) |
Midazolam | 1-2 mg/kg, IM | Premedicación |
Tiletamina/zolacepam | 3-12 mg/kg, IM | Tortugas, lagartos, serpientes. Dosis bajas útiles para facilitar la intubación. Dosis más altas asociadas con recuperaciones prolongadas. |
Propofol | 3-10 mg/kg, IV, intraóseo Dosis inicial para la anestesia total IV (ajustar hasta que haga efecto): 0,1 mg/kg/min | Tasa de dosis baja para reptiles más grandes. Las dosis subanestésicas producen una sedación variable a corto plazo. |
Alfaxalona | 5-10 mg/kg, IV 10-20 mg/kg, IM Dosis inicial para la anestesia total IV (ajustar hasta que haga efecto): 0,1 mg/kg/min | Efectos similares a los del propofol IV, pero dosis más eficaces IM. Los volúmenes de dosis IM mayores deben dividirse en dos o más inyecciones. |
Isoflurano | 1-5 % para inducción (solo lagartijas y serpientes) y mantenimiento (todas las especies) | Agente gaseoso rutinario; los niveles subanestésicos proporcionan sedación a corto plazo. En algunas especies es posible la intubación con enmascaramiento o sedada. |
Sevoflurano | 2-7 % para inducción (solo lagartijas y serpientes) y mantenimiento (todas las especies) | Efectos muy similares a los del isoflurano, pero la recuperación parece ser más rápida. Inhalante preferido para reptiles críticos o grandes. |
La intubación es relativamente sencilla. Los tubos o catéteres endotraqueales de pequeño calibre se insertan fácilmente en la glotis inmediatamente caudal a la lengua; pudiendo facilitarse forzando la lengua hacia arriba y hacia adelante y presionando un dedo dentro del espacio intermandibular desde debajo de la mandíbula. La glotis reptiliana está activamente dilatada y, por lo tanto, su movimiento a menudo se anulará en animales anestesiados. Una guía dentro del tubo endotraqueal puede ser útil para facilitar la colocación del tubo y se recomienda (vea y de la intubación endotraqueal). La bifurcación de la tráquea puede estar muy craneal en algunos quelonios, y también se ha reportado intercambio gaseoso dentro del pulmón traqueal de algunas serpientes. En estos casos, se debe tener cuidado de usar un tubo endotraqueal corto que esté bien pegado en su sitio con cinta adhesiva.
Los reptiles no cocodrilos carecen de diafragma; los músculos intercostales esqueléticos (en Squamata) o los movimientos de las extremidades (en Testudines) controlan la ventilación. La acción de estos músculos desaparece en el plano quirúrgico de la anestesia y se requiere ventilación con presión positiva intermitente. Inicialmente, las tasas de ventilación deben reflejar las evaluaciones previas a la anestesia y luego ajustarse para mantener unas lecturas de la capnografía al final de la espiración de 15 a 25 mm Hg (consulte ). Los ventiladores eléctricos permiten un control preciso de las tasas y presiones de ventilación.
La monitorización de la anestesia en reptiles es algo diferente a la de los mamíferos. Los reflejos palpebrales y corneales son fiables en las especies en las que se pueden obtener (es decir, quelonios, cocodrilos y la mayoría de los lagartos, pero no las serpientes). Sin embargo, los reflejos corneales están ausentes a niveles anestésicos excesivamente profundos y el diámetro pupilar puede tener poca relación con la profundidad anestésica (a menos que las pupilas estén fijas y dilatadas, lo que indica una profundidad anestésica excesiva o anoxia cerebral y muerte). El tono de la mandíbula y los reflejos de retirada (lengua, extremidad o cola) solo se eliminan en el plano quirúrgico de la anestesia. La pérdida total del reflejo de enderezamiento, la pérdida del movimiento espontáneo y la relajación muscular completa también ocurren en este plano de anestesia.
La frecuencia cardíaca se puede controlar por auscultación o por visualización o palpación de los latidos del corazón en la mayoría de las serpientes y en algunos lagartos. La oximetría de pulso, que utiliza una sonda de reflectancia esofágica o cloacal, es útil para controlar la frecuencia y la potencia del pulso. Aunque las lecturas de saturación de oxígeno en sangre (SpO2) son a menudo más bajas y no se han validado para los reptiles, es útil monitorear la tendencia en SpO2. La ecografía Doppler también se puede utilizar sobre las arterias periféricas o el corazón. Las estimaciones de gases sanguíneos a menudo se ven afectadas por cortocircuitos intracardiacos o pulmonares, especialmente en especies acuáticas. Sin embargo, la capnografía al final de la espiración ha demostrado ser fiable para monitorear la anestesia en reptiles.
Hacia el final de la cirugía, se debe descontinuar el gas anestésico mientras se mantiene la ventilación durante otros 5 a 10 minutos para facilitar la excreción de gases. En este punto, se puede descontinuar el oxígeno en favor del aire ambiental suministrado por la máscara de bolsa con válvula para estimular la respiración espontánea.
Perlas y trampas
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Soporte posoperatorio para reptiles
Una vez que el reptil esté respirando espontáneamente, puede devolverse a una incubadora o terrario para que se recupere por completo. La monitorización continua es esencial hasta que los reflejos enderezados vuelvan y el animal pueda caminar. Se debe proporcionar analgesia adicional, fluidos y apoyo nutricional según esté indicado.
Técnicas diagnósticas en reptiles
Radiología de los reptiles
Diversas diferencias anatómicas pueden dificultar la obtención de radiografías de calidad en los reptiles. El tamaño relativamente pequeño de la mayoría de los reptiles domésticos y la falta de grasa corporal difusa a menudo dan como resultado imágenes de contraste deficiente. Las escamas gruesas y muy queratinizadas, los osteodermos o las conchas pueden dificultar considerablemente la penetración del haz de rayos X, por lo que se requiere una mayor potencia, que conlleva la pérdida de los detalles finos de los tejidos blandos.
A pesar de estas dificultades, la mayoría de las unidades digitales de alta capacidad pueden configurarse para producir radiografías de calidad de reptiles. Las combinaciones de pantalla/película muy detalladas (p. ej., la película de mamografía) o las unidades de radiografía dental a menudo proporcionan una mejor resolución, lo que puede ser especialmente útil cuando se trata de muestras pequeñas o áreas concretas. Se pueden utilizar varios agentes para mejorar el contraste. El sulfato de bario (30 %) puede usarse para estudios gastrointestinales. Los compuestos de yodo hidrosolubles, como el iohexol, se pueden utilizar para técnicas gastrointestinales, urogenitales e IV. Inyectar aire en el celoma de un lagarto puede mejorar la apreciación de los folículos preovulatorios.
Serpientes
Las serpientes pueden ser difíciles de colocar y sujetar para exámenes radiográficos a menos que estén anestesiadas. Si el propósito del examen es simplemente excluir cuerpos extraños radiodensos o huevos, se puede permitir que la serpiente se enrolle en su posición natural. Si se desea un examen detallado de los aparatos óseo, respiratorio y digestivo, se debe extender la serpiente y, por lo general, se requiere anestesia (vea las ).
Se puede usar un tubo de sujeción de plástico para la restricción física; sin embargo, esto puede producir un artefacto radiográfico. En las serpientes más grandes, se necesitarán múltiples radiografías para radiografiar toda la longitud del cuerpo. Las proyecciones laterales se toman mejor usando rayos horizontales para evitar el artefacto de desplazamiento de las vísceras. Sin embargo, las radiografías laterales estándares con la serpiente sujeta en decúbito lateral pueden ser útiles, especialmente cuando las radiografías horizontales no son posibles o no se pueden realizar de forma segura. La interpretación de las proyecciones dorsoventrales se ve obstaculizada por la columna vertebral y las costillas, pero puede ser útil cuando se trata de lesiones obvias, como huevos y masas mineralizadas.
Saurios
Los lagartos pequeños a menudo se pueden sujetar con cinta adhesiva al casete radiográfico o a la mesa para obtener una vista dorsoventral (vea la ). Envolver las bolas de algodón con cinta adhesiva y colocarlas sobre los ojos a menudo inducirá una respuesta vasovagal y producirá un lagarto tranquilo e inmóvil. Una vista dorsoventral puede ayudar a identificar cuerpos extraños, impactación intestinal, huevos u otras masas celómicas. Un haz de rayos X horizontal proporciona la mejor imagen lateral en los lagartos, especialmente cuando se evalúa el aparato respiratorio. El posicionamiento para esta vista implica rotar el tubo de rayos X 90° y colocar el casete verticalmente detrás del lagarto. La elevación del cuerpo del lagarto sobre toallas enrolladas o almohadillas de gomaespuma, o el vendaje de las extremidades delanteras en sentido craneal y las extremidades pélvicas en sentido caudal, ayuda a prevenir la superposición de las extremidades con la cavidad celómica.
La posición y la interpretación de las radiografías de cocodrilos son similares a las utilizadas para los lagartos.
Quelonios
Para las radiografías dorsoventrales de haz vertical, la mayoría de los animales conscientes permanecerán inmóviles el tiempo suficiente para permitir la exposición. Idealmente, la cabeza y las extremidades deben extenderse desde el caparazón para reducir la superposición de la musculatura de la extremidad sobre las vísceras celómicas. Los animales más activos pueden inmovilizarse pegándolos al casete o colocándolos en un recipiente radiotransparente, aunque esto debe evitarse con animales más pequeños (y exposiciones más bajas), porque pueden aparecer artefactos materiales (vea la ).
Para las radiografías de haz horizontal lateral, el quelonio se coloca mejor en un soporte de plastrón central (por ejemplo, un pastillero de plástico grande) para estimular la extensión de las extremidades y la cabeza mientras la tortuga permanece inmóvil. Las proyecciones laterales izquierda y derecha deben tomarse con el borde lateral del caparazón pegado (o tan cerca como sea posible) al casete.
La tercera proyección celómica básica es la horizontal craneocaudal (o anteroposterior). El quelonio se coloca sobre un pedestal central de plastrón, con el borde caudal del caparazón pegado (o tan cerca como sea posible) al casete; la cabeza debe mirar hacia el tubo de rayos X y el haz debe centrarse en la línea media del borde craneal del caparazón.
Las vistas adicionales, incluidas las vistas oblicuas de las cinturas pectoral y pélvica, pueden ser útiles para resaltar las luxaciones y las fracturas.
La radiología de la cabeza y las extremidades de un quelonio requiere extensión y, a menudo, anestesia general. Los sacos de arena, la espuma y la cinta ayudan al posicionamiento. La interpretación estándar requiere que se realicen proyecciones tanto laterales como dorsoventrales; incluso una ligera rotación dificulta la interpretación.
Ecografía de reptiles
La ecografía, una técnica útil y a menudo subestimada, ha ganado popularidad como técnica diagnóstica para reptiles. Es particularmente útil para examinar el parénquima tisular, guiar la aspiración tisular y, con el Doppler de flujo en color, investigar patologías cardiacas. Dada la variabilidad en el tamaño de los reptiles, se requiere una variedad de sondas. Las ondas de ultrasonido no pueden penetrar el tejido mineralizado o el aire y, por lo tanto, la ecografía tiene limitaciones obvias para investigar enfermedades respiratorias y GI.
Se requiere una sonda de 5 MHz para obtener imágenes de especies de reptiles gigantes, mientras que una sonda de 7,5 o 12 MHz será suficiente para la mayoría de los otros reptiles. Para el examen de ejemplares muy pequeños (o para la ecografía de ojos), una sonda de 20 MHz es más apropiada. El adecuado contacto y la obtención de imágenes suelen requerir cantidades copiosas de gel o un baño de agua. Es útil mantener al animal en una posición esternal o, en su defecto, al menos apreciar las complicaciones asociadas con el desplazamiento de órganos durante el decúbito dorsal o lateral.
La ecografía puede ser un complemento útil de la radiografía, especialmente para valorar el tracto reproductivo (evaluar la actividad ovárica y distinguir entre estasis previa y posovulatoria del huevo), hígado y vesícula biliar, aparato urinario, masas de tejidos blandos y corazón. La ecografía se ha utilizado para guiar la biopsia hepática, aunque debido a los traumatismos yatrógenos graves descritos en serpientes y lagartos, la técnica no está recomendada.
TC y RM de reptiles
La TC ofrece excelentes imágenes detalladas de alta resolución con mayor diferenciación de los tejidos blandos que la radiografía simple. Por consiguiente, la TC se ha convertido en la técnica de imagen de elección para muchas enfermedades de reptiles. Se recomiendan imágenes previas y posteriores al contraste empleando tejidos blandos y algoritmos óseos. Las máquinas modernas son capaces de acelerar los tiempos de exploración, de modo que la restricción física por sí sola o la sedación (en lugar de la anestesia general) son suficientes.
La resonancia magnética, incluso con imanes de alta potencia (de 3 a 7 teslas), suele requerir tiempos de exploración mucho más largos y, por lo tanto, anestesia general. La resolución espacial es a menudo menor que la de la TC; sin embargo, la diferenciación de los tejidos blandos es mayor, y la RM es particularmente preferible para las evaluaciones del SNC.
Recolección de sangre en reptiles
La venopunción suele ser una técnica a ciegas en reptiles. Se pueden recolectar hasta 0,5 mL/100 g de forma segura en reptiles sanos y menos en animales debilitados. Existe una relativa falta de datos hemáticos o bioquímicos para la mayoría de los reptiles. Además, los valores sanguíneos pueden variar drásticamente según la especie, el ambiente, la nutrición, la edad, el sexo/estado reproductivo y la hibernación. Dada esta variabilidad y que la mayoría de los rangos de referencia no cumplen los requisitos de la American Society of Veterinary Clinical Pathologists, los valores publicados pueden tener un valor limitado. Se debe confiar más en establecer el rango observado de un individuo y usar muestras seriadas para controlar el progreso de los cambios hematológicos y bioquímicos.
El uso de un cortauñas para obtener sangre puede producir contaminación fecal o de uratos, aumento de las enzimas tisulares y cambios en el hemograma y electrolitos debido a la naturaleza periférica de la muestra y al artefacto aplastante de la recogida. Más preocupantes son las cuestiones éticas y de bienestar asociadas al uso del cortauñas, que no se pueden tolerar.
Los dos sitios comunes para la punción venosa en las serpientes son la vena caudal (zona ventral de la cola) y, menos preferentemente, el corazón. A la vena caudal se accede caudalmente a la cloaca, en un punto entre el 25 % y el 50 % de la longitud de la cola, evitando los hemipenes pareados de los machos (ver ). Solo se debe considerar el corazón cuando no se puede acceder a través de otros métodos, ya que se han notificado complicaciones, incluido el hemopericardio mortal. Si se realiza cardiocentesis, se debe considerar la anestesia, ya que el procedimiento se considera poco ético en mamíferos y aves conscientes.
En los lagartos, el vaso clínicamente más útil es también la vena caudal (cola ventral), a la que se accede mejor entre el 20 y el 80% de la cola. Los vasos clínicamente más útiles en Testudines son las yugulares, porque el seno subcarapacial y las venas coxígeas braquial, femoral y dorsal son más propensas a la contaminación del líquido linfático o cefalorraquídeo (ver imágenes de extracción de y ).
Necropsia de reptiles
Siempre que sea posible, debe realizarse una necropsia detallada, ya que a menudo proporciona un diagnóstico definitivo. Al tratar un brote de enfermedad en una población, el veterinario puede recomendar la eutanasia y la necropsia de uno o más individuos afectados, ya que estos procedimientos suelen ser los medios de diagnóstico más eficientes y rentables. Las necropsias recientes pueden proporcionar biopsias de órganos, sangre y otros líquidos corporales para el examen de laboratorio. Sin embargo, las muestras microbiológicas, especialmente bacteriológicas, de reptiles que han muerto y han permanecido dentro de un recinto climatizado deben interpretarse con precaución.
Cirugía y endoscopia en reptiles
Cirugía en reptiles
En general, la cirugía en un paciente reptil debe adherirse a los mismos principios que la cirugía de animales domésticos. Sin embargo, los reptiles tienen algunas consideraciones anatómicas específicas, así como aspectos únicos de la preparación, el posicionamiento y el equipo del paciente. A continuación se presenta solo una exposición básica, y consultar otras fuentes sobre anatomía, fisiología, cría, anestesia y cirugía de los reptiles, así como la literatura sobre cirugía de animales domésticos, es esencial antes de realizar una cirugía en cualquier reptil.
Para las especies verdaderamente gigantes, como las tortugas gigantes, se recomiendan instrumentos más fuertes destinados a animales grandes. Para los reptiles que pesan 5-50 kg, la mayoría de los instrumentos utilizados para animales pequeños son apropiados. Sin embargo, la mayoría de los reptiles de compañía pesan <1 kg y a menudo se requieren instrumentos de microcirugía. Estos instrumentos no son versiones miniaturizadas de instrumentos estándar, sino instrumentos calibrados con puntas finas y pequeñas. Dado que los microinstrumentos pueden ser costosos, los instrumentos oftalmológicos pueden ser una alternativa útil. Los retractores de plástico autorretenedores pueden ajustarse para adaptarse a diferentes tamaños de incisiones y no comprometer la ventilación. También se pueden usar versiones más pequeñas de retractores abdominales estándar, pero son significativamente más pesadas. Los retractores palpebrales pueden ser útiles para retraer las incisiones celómicas en pequeños lagartos y serpientes.
Para aplicaciones internas de tejidos blandos, se recomiendan materiales de sutura de rápida absorción (por ejemplo, poliglecaprone 25). Para una durabilidad interna prolongada, se prefiere la polidioxanona o el nailon. La poliglecaprona, el nailon monofilamento y la polidioxanona son los preferidos para la sutura cutánea, aunque el alambre puede ser necesario para las tortugas gigantes, los cocodrilos y los lagartos. Las resinas epoxi o los acrílicos veterinarios de baja temperatura se usan para muchos cierres de plastrones y reparaciones de conchas.
Debido a que la mayoría de las mascotas de reptiles pesan <1 kg, cierto grado de aumento es ventajoso. Las lupas quirúrgicas montadas en una diadema o un armazón (aumento de 2-4X) con una fuente de luz halógena o de xenón son asequibles, versátiles, cómodas y fáciles de usar. Durante las operaciones, las lentes microscópicas pueden proporcionar aumentos con sistemas de endoscopia rígidos seleccionados.
Un reptil sano generalmente puede tolerar una pérdida de sangre de 0,4 a 0,8 mL/100 g de peso corporal. Los reptiles que necesitan cirugía a menudo están afectados, y las muestras de sangre para diagnóstico pueden haberse recogido antes de la cirugía. Por lo tanto, la cantidad de sangre que un reptil puede permitirse perder durante la cirugía puede ser considerablemente menor. Se debe considerar cuidadosamente la posibilidad de minimizar la hemorragia usando tiras de algodón o aplicadores, grapas vasculares, y radiocirugía o un láser.
La posición del paciente dependerá de la especie y la naturaleza de la cirugía. Deberá tenerse en cuenta lo siguiente:
Asegurarse de que la posición de la cabeza y el cuello no interfiera en la ventilación.
Evitar la compresión excesiva de la cabeza, las extremidades o el celoma para prevenir la necrosis por presión, la ruptura visceral o la hipoventilación de los pulmones.
Evitar la hiperextensión o hiperflexión extrema y prolongada de cualquier articulación
Asegurarse de que el sitio quirúrgico sea de fácil acceso y no requiera un posicionamiento del cirujano que provoque fatiga.
Se pueden usar sacos de arena, pufs, soportes de espuma y cinta adhesiva para mantener la posición del paciente. Hacer que el cirujano opere en una posición sentada con los brazos apoyados en una superficie acolchada facilita un mayor control con menos fatiga.
Cuando se hace una incisión en la piel del reptil, tiende a invertirse. Por lo tanto, se recomienda la eversión de los patrones de sutura (p. ej., colchón horizontal) para asegurar la oposición de la piel sin una futura disecdisis. Los materiales de sutura cutáneos deben ser monofilamentosos. La sutura con alambre puede ser necesaria para las reparaciones que afecten el caparazón o la piel densamente queratinizada que tienen los osteodermos. También se han recomendado las grapas, porque causan una leve eversión. Dado el tiempo que tardan en cicatrizar las heridas en los reptiles, no deben retirarse las suturas hasta 6-8 semanas después de la cirugía.
Perlas y trampas
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Los principales factores que se han de considerar en el posoperatorio son la analgesia y la vigilancia continua de la hidratación, la temperatura, la nutrición y la higiene. Se ha demostrado que los reptiles experimentan respuestas de dolor moduladas por opioides. El dolor retrasa el proceso de curación y deprime la función normal del sistema inmunitario en los mamíferos, y no hay evidencia que sugiera que este proceso no sería similar en los reptiles. Clínicamente, los reptiles que reciben analgésicos parecen recuperarse mejor que los que no los reciben. La continuación de la analgesia preventiva con opioides y/o AINE debe ser una parte rutinaria del cuidado posoperatorio.
Pocos fármacos están aprobados por la FDA para su uso en reptiles. Los fármacos se pueden administrar por varias vías, incluidas la oral, SC, IM, IV, intracardíaca, intracelómica, intraósea, intrasinoviale e intratraqueal. Ciertos fármacos se pueden aplicar tópicamente o administrar por la cloaca, por inhalación (nebulización) o por administración intralesional directa.
Dado que los reptiles son ectotermos, las temperaturas fuera de la ZTOP pueden tener profundas influencias sobre la distribución del fármaco, el metabolismo, la excreción y la semivida de eliminación. Algunas pautas terapéuticas establecen una temperatura fija a la que se debe mantener al reptil durante el tratamiento. Si existen datos farmacocinéticos sobre el fármaco, la eliminación del fármaco será conocida y constante. Sin embargo, si esta temperatura establecida está por debajo o por encima de la ZTOP para las especies tratadas, puede producirse estrés y debilitamiento. Incluso cuando la temperatura terapéutica indicada está dentro de la ZTOP para las especies tratadas, es probable que la exposición constante a una temperatura fija sea estresante.
Los reptiles tienen un sistema porta renal bien desarrollado; la sangre de la mitad caudal del cuerpo pasa a través de los riñones antes de alcanzar la circulación venosa sistémica. Los fármacos inyectados en la mitad caudal del cuerpo pueden tener una semivida reducida si se excretan por vía tubular. Sin embargo, los estudios han demostrado que es improbable que estos efectos sean clínicamente significativos (1). Una posible preocupación es la inyección caudal de fármacos nefrotóxicos que pueden alcanzar el tejido renal en concentraciones elevadas. Un efecto hepático de primer paso también puede afectar a los fármacos inyectados en el cuerpo caudal. Por consiguiente, todos los fármacos deben inyectarse en el cuerpo craneal. El caparazón de las tortugas terrestres y acuáticas es tejido vivo; por lo tanto, todas las dosis de quelonios deberían basarse en el peso corporal total.
Endoscopia en reptiles
La endoscopia ha demostrado ser muy útil en la medicina de los reptiles y, dada la naturaleza pequeña y delicada de muchas especies, es probable que continúe el desarrollo de técnicas mínimamente invasivas. Los endoscopios flexibles son útiles para la endoscopia respiratoria en serpientes y para la endoscopia GI en muchas especies (vea las imágenes de y en varios reptiles). Su principal desventaja es que los endoscopios flexibles de fibra óptica obtienen imágenes de peor calidad que los endoscopios rígidos de diámetro similar o los videoscopios. Sin embargo, el desarrollo continuo de videoscopios más pequeños parece redefinir la endoscopia flexible en reptiles.
El tamaño compacto del cuerpo de la mayoría de los reptiles domésticos, junto con su diseño de cuerpo celómico, hace que la endoscopia rígida sea útil en muchas situaciones clínicas. Aunque el equipo debe adaptarse al tamaño del reptil, en general los sistemas de telescopio y vaina de 1,9 mm y 2,7 mm funcionan bien para la mayoría de las especies de reptiles mascotas, ya que permiten la insuflación de gases, la irrigación de líquidos y la capacidad de biopsia (ver imágenes de patología endoscópica y biopsias de e ).
La insuflación es esencial para proporcionar la distancia necesaria entre la lente y el órgano para la visualización. En la endoscopia GI se utiliza aire o solución salina; en el caso de la celioscopia, se prefiere el CO2 de grado médico o la solución salina. Las presiones celómicas rara vez necesitan ser >5 mmHg. Cuando se realiza una endoscopia en neonatos pequeños o dentro de una víscera hueca (por ejemplo, vejiga, oviducto, cloaca, estómago), el veterinario puede utilizar la irrigación con solución salina estéril tibia para proporcionar una mejor claridad que con la insuflación de gases.
Se recomienda anestesia general para todos los procedimientos endoscópicos. Ciertos exámenes (p. ej., la cavidad bucal y la cloaca) pueden ser posibles en un animal consciente o sedado usando una mordaza u otra sujeción apropiada; sin embargo, se prefiere la inmovilización completa para evitar el riesgo de daño al paciente, al personal o al equipo. La anestesia es obligatoria para la celioscopia.
Procedimientos médicos en reptiles
Dosis del fármaco y escala alométrica en reptiles
Se han publicado numerosos estudios farmacocinéticos para reptiles, y estos deben considerarse la fuente más fiable de información sobre las dosis de fármacos. Cuando no se dispone de información específica de la especie, es posible extrapolar a partir de especies estrechamente relacionadas. Si no hay datos farmacocinéticos o experiencia clínica fiable para una especie en particular, puede ser necesario extrapolar los datos farmacocinéticos de otros animales.
La escala alométrica calcula la dosis del fármaco y la frecuencia de dosificación utilizando la tasa metabólica en lugar del peso corporal. Las ecuaciones alométricas básicas se muestran a continuación, en las que W = peso corporal (kg) y K = constante de energía, que es 10 para la mayoría de los reptiles. Estas ecuaciones pueden usarse para calcular una dosis y una frecuencia de dosis para una especie para la cual no hay datos disponibles, usando datos farmacocinéticos de una especie conocida (control), ya sea otro reptil, mamífero o ave:
Costo mínimo de energía = K (W0,75)
Costo energético mínimo específico = K (W-0,25)
Antimicrobianos en reptiles
Muchas infecciones bacterianas en reptiles están causadas por bacterias gramnegativas, particularmente Pseudomonas, Aeromonas, Citrobacter, Klebsiella y Proteus spp. Existe resistencia bacteriana a muchos antimicrobianos de uso común (incluido el enrofloxacino), y muchas bacterias gramnegativas pueden tener una susceptibilidad inesperada a antimicrobianos particulares; por lo tanto, se debe realizar la obtención de muestras para la tinción de Gram, las pruebas citológicas y las pruebas de cultivo y el antibiograma antes de comenzar el tratamiento.
Por lo general, la terapia antimicrobiana debe administrarse mientras se esperan los resultados del antibiograma. En estas circunstancias, y de conformidad con las recomendaciones de optimización de los antimicrobianos, las sulfonamidas, las tetraciclinas y los aminoglucósidos potenciados se consideran fármacos de primera línea (consulte la tabla ).
Los fármacos de segunda línea (como las cefalosporinas de tercera generación y las fluoroquinolonas) deben reservarse para los casos de resistencia demostrable a los fármacos de primera línea. La penicilina, el metronidazol, la lincomicina o la clindamicina pueden usarse para las infecciones anaeróbicas. El uso rutinario de antimicrobianos avanzados de amplio espectro implica un bajo nivel de habilidad por parte del veterinario.
Fármacos antimicrobianos usados en reptiles
Fármaco | Dosis | Comentarios |
|---|---|---|
Aciclovir | 80 mg/kg, por vía oral, cada 8 h o 240 mg/kg, cada 24 h; crema tópica cada 12 h | Antiviral |
Amikacina | Serpiente del maíz: dosis de carga de 1,7 mg/kg, IM, seguida de 26 μg/kg/h vía bomba osmótica de infusión Serpiente tuza: dosis inicial de 5 mg/kg, IM, luego 2,5 mg/kg, IM, cada 3 d Tortuga de la Florida: 5 mg/kg, IM, en días alternos Caimán americano (joven): 2,25 mg/kg, IM, cada 3-4 d Pitón bola: 3,5 mg/kg, IM, cada 4-5 d 50 mg/10 mL de solución salina × 30 min de nebulización, cada 12 h | Mantener la hidratación |
Anfotericina B | 0,5-1 mg/kg, intracelómico, IV, cada 1-3 d durante 14-28 d | Aspergilosis; se recomienda fluidoterapia |
Tortuga: 0,1 mg/kg, cada 24 h, por vía intrapulmonar, durante 28 días 5 mg/150 mL de solución salina durante 1 h de nebulización, cada 12 h durante 7 d | Candidiasis pulmonar | |
Ampicilina | La mayoría de las especies: 10-20 mg/kg, SC, IM, cada 12 h Tortugas: 50 mg/kg, IM, cada 12 h | |
Azitromicina | Pitón bola: 10 mg/kg por vía oral, cada 3-7 días (cada 3 d para infecciones de la piel, 5 d para infecciones de las vías respiratorias y 7 d para infecciones hepáticas y renales) | |
Carbenicilina | 200-400 mg/kg, IM, cada 24 h | |
Ceftazidima | 20-40 mg/kg, SC, IM, IV, cada 2-3 d | |
Ceftiofur | Tortugas: 2,2-4 mg/kg, IM, cada 24 h Serpientes: 2,2 mg/kg, IM, en días alternos Lagartos: 5 mg/kg, IM, SC, cada 24 h | |
Cefuroxima | 100 mg/kg, IM, cada 24 h durante 10 días con ZTOP a 30 °C si no se conoce la especie. | |
Cloranfenicol | Índigo, rata, serpientes reales: 50 mg/kg, SC, cada 12 h | |
Boidos, mocasines: 50 mg/kg, SC, cada 24 h Serpientes de cascabel: 50 mg/kg, SC, cada 2 días Serpientes de agua de vientre rojo: 50 mg/kg, SC, cada 3 días | ||
La mayoría de las especies: 20-40 mg/kg, IM, cada 24 h | ||
Ciprofloxacina | La mayoría de las especies: 10 mg/kg, PO, en días alternos Pitones: 11 mg/kg, por vía oral, cada 2-3 días | |
Claritromicina | Tortuga del desierto: 15 mg/kg, por vía oral, cada 2-3 días | Mycoplasma |
Clindamicina | 5 mg/kg, por vía oral, cada 12 h | |
Clotrimazol | Tópica | Dermatitis fúngica |
Doxiciclina | La mayoría de las especies: 5-10 mg/kg, PO, cada 24 horas Tortugas de Hermann: 50 mg/kg, IM, una vez; luego 25 mg/kg, IM, cada 3 d | |
Enrofloxacino | La mayoría de las especies: 5-10 mg/kg, IM, por vía oral, cada 24 h | La inyección IM causa necrosis y, después de una sola inyección, se requiere tratamiento oral. |
Enjuague nasal 50 mg/250 mL de agua estéril; 1-3 mL/narinas, cada 24-48 h | ||
Pitón birmana (joven): 10 mg/kg, IM, dosis inicial, luego 5 mg/kg, IM, cada 48 h. Pseudomonas: 10 mg/kg, IM, cada 48 h | La inyección IM probablemente causa necrosis y se debe considerar la administración de una sola inyección seguida de una administración oral. | |
Tortuga de Hermann: 10 mg/kg, IM, cada 24 h | La inyección IM probablemente causa necrosis y se debe considerar la administración de una sola inyección seguida de una administración oral. | |
Lagartos monitores: 10 mg/kg, IM, cada 5 d | ||
Tortuga estrella de la India: 5 mg/kg, IM, cada 12-24 h | La inyección IM probablemente causa necrosis y se debe considerar la administración de una sola inyección seguida de una administración oral. | |
Cocodrilos: 5 mg/kg IV, cada 2-3 días | ||
Fluconazol | Lagartos: 5 mg/kg PO cada 24 h Tortugas marinas: 21 mg/kg, SC, una vez; luego 10 mg/kg, SC, 5 días después | |
Tortugas marinas: 21 mg/kg, SC, una vez; luego 10 mg/kg, SC, 5 días después | ||
Gentamicina | Caimán americano: 1,75 mg/kg, IM, cada 3-4 días con ZTOP a 22 °C | Mantener la hidratación, se ha descrito nefrotoxicidad |
Tortuga pintada: 10 mg/kg, IM, en días alternos con ZTOP a 26 °C | Mantener la hidratación, se ha descrito nefrotoxicidad | |
Tortugas de orejas rojas: 6 mg/kg, IM, cada 25 d | Mantener la hidratación, se ha descrito nefrotoxicidad | |
Serpientes gopher: 2,5 mg/kg, IM, cada 3 días con ZTOP a 24 °C | Mantener la hidratación, se ha descrito nefrotoxicidad | |
Itraconazol | Camaleones: 5-10 mg/kg, por vía oral, cada 1-2 días | Dermatitis fúngica |
Lagartos espinosos: 23,5 mg/kg, por vía oral, cada 24 h durante 3 días, con una concentración del fármaco persistente durante 6 días | ||
Serpientes: 10 mg/kg, por vía oral, cada 24 h | ||
Tortugas marinas: 5 mg/kg, por vía oral, cada 24 h; o 15 mg/kg, por vía oral, cada 72 h | ||
Ketoconazol | Cocodrilos: 50 mg/kg, por vía oral, cada 24 h | |
La mayoría de las especies: 15-30 mg/kg, por vía oral, cada 24 horas durante 14-28 días | ||
Lincomicina | 10 mg/kg, IM, cada 24 h; 5 mg/kg, por vía oral, cada 12-24 h | |
Marbofloxacino | Pitón bola: 10 mg/kg, por vía oral, cada 48 h | |
Metronidazol | 20-50 mg/kg, por vía oral, cada 1-2 días | Infecciones bacterianas La dosis máxima para la serpiente tricolor, serpiente real, serpiente índigo o serpiente de cascabel uracoana es de 40 mg/kg |
Neomicina | 10 mg/kg, por vía oral, cada 24 h | Oral solamente, no administrar sistémicamente |
Nystatin | Tortugas 100 000 U/kg, por vía oral, cada 24 h durante 10 d | Afecciones fúngicas entéricas |
Oxitetraciclina | La mayoría de las especies: 5-10 mg/kg, IM, por vía oral, cada 24 h | Dolor, irritación e inflamación en el lugar de la inyección |
Caimán americano: 10 mg/kg, IV, IM, cada 4-5 d | Micoplasmosis | |
Piperacilina | 50-100 mg/kg, IM, cada 12 d | Se recomienda fluidoterapia |
Polimixina B | Tópica | Abrasiones, heridas |
Sulfametoxidiazina | 80 mg/kg, SC, IM, una vez; luego 40 mg/kg, cada 24 h durante 5-7 días | Infecciones por coccidios |
Terbinafina | Dragones barbudos centrales: 20 mg/kg, por vía oral, cada 24-48 h | |
Tobramicina | Quelonios: 10 mg/kg, IM, cada 24-48 h La mayoría de las especies: 2,5 mg/kg, IM, cada 24-72 h | Potencialmente nefrotóxico, se recomienda fluidoterapia |
Trimetoprima-sulfa | 30 mg/kg, por vía oral, IM, IV, cada 24 h | |
Tilosina | 5 mg/kg, IM, cada 24 h | Micoplasmosis |
Voriconazol | 10 mg/kg, PO |
Las infecciones por hongos y levaduras se suelen dar en los reptiles. Las micosis GI y cutáneas son particularmente comunes en reptiles mantenidos con antimicrobianos de amplio espectro a largo plazo de manera inapropiada. Las micosis cutáneas a menudo pueden tratarse mediante desbridamiento y aplicación tópica de antifúngicos. Las infecciones fúngicas GI se pueden tratar con nistatina, mientras que las infecciones fúngicas sistémicas pueden requerir itraconazol, fluconazol o voriconazol. En los casos de micosis pulmonares, la medicación antifúngica puede administrarse por nebulización o inyección intratraqueal o intrapulmonar.
Los herpesvirus pueden causar enfermedad grave y muerte en los quelonios. El aciclovir se ha utilizado con cierto éxito durante las primeras etapas de las infecciones por herpes.
Parasiticidas en reptiles
Los parasiticidas utilizados comúnmente en reptiles se enumeran en la tabla . La sobredosis de parasiticidas puede provocar toxicidad farmacológica, que puede observarse como signos neurológicos, incluidas convulsiones. La ivermectina está contraindicada en los quelonios, y se han descrito reacciones adversas en algunos lagartos iguánidos, eslizones y serpientes índigo. La milbemicina se ha utilizado con éxito en tortugas de caja y tortugas acuáticas. Sin embargo, las ivermectinas y las milbemicinas deben evitarse en todos los quelonios porque existen alternativas más seguras. La permetrina está autorizada para su uso en reptiles y parece segura y eficaz contra ácaros y garrapatas.
Perlas y trampas
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Parasiticidas usados en reptiles
Fármaco | Dosis | Parásito | Comentarios |
|---|---|---|---|
Endoparasiticidas | |||
Fenbendazol | 25-100 mg/kg, por vía oral, cada 14 días hasta 4 tratamientos 50 mg/kg, por vía oral, cada 24 h durante 3-5 días | Gusanos redondos, Hexamita | Puede causar leucopenia |
Ivermectina | 200 μg/kg, por vía oral, IM, SC, repetir después de 14 días | Ácaros ectoparásitos y garrapatas; nematodos | No en los quelonios; cuidado en eslizones y serpientes índigo |
Levamisol | 5-10 mg/kg, SC, intracelómico, repetir después de 14 días | Gusanos pulmonares y otros nematodos | Serpientes, lagartos, cuidado en tortugas (usar 5 mg/kg) |
Mebendazole | 20-25 mg/kg, por vía oral, repetir después de 14 días | Estrongilos y ascáridos | |
Metronidazol | 20-40 mg/kg, por vía oral, cada 1-2 días durante 2-5 tratamientos | Protozoos | |
Oxfendazol | 25 mg/kg, por vía oral, una vez | Nematodos | |
Paromomicina | La mayoría de las especies: 35-100 mg/kg, por vía oral, cada 24 h durante 28 días Serpientes: 100 mg/kg, por vía oral, cada 24 h durante 7 días, luego dos veces por semana durante 3 meses Monstruos de Gila: 300-360 mg/kg, por vía oral, cada 2 días durante 14 días Dragones barbudos: 100 mg/kg cada 24 h durante 7 días; luego, dos veces por semana durante 6 sem. | Amebas, criptosporidios | No elimina los criptosporidios |
Ponazurilo | Dragones barbudos: 30 mg/kg por vía oral, cada 2 días durante 2 tratamientos | Coccidiosis | |
Praziquantel | 8 mg/kg, por vía oral, SC, IM; repetir después de 14 días y 28 días | Cestodos, trematodos | |
Pirantel | La mayoría de las especies: 5 mg/kg, por vía oral, repetir a los 14 días Camaleones: 5-10 mg/kg, por vía oral, cada 14 d Tortugas marinas: 25-50 mg/kg, por vía oral, cada 3 días durante 3 tratamientos | Nematodos Espirorquidiasis | |
Spiramycin | 160 mg/kg, por vía oral, cada 24 h durante 10 días, luego dos veces por semana durante 3 meses | Serpientes con criptosporidiosis | Puede disminuir los signos clínicos, pero no elimina la infección. |
Toltrazurilo | 5-15 mg/kg, por vía oral, cada 24 horas durante 3-30 días 15 mg/kg, cada 48 h durante 10 días; descontinuar durante 2 semanas; repetir cada 48 h durante 10 días y repetir según sea necesario | Dragones barbudos, coccidiosis Tortugas, coccidiosis intranuclear | Falta de datos de seguridad, eficacia y farmacocinética |
Trimetoprima-sulfa | 30 mg/kg, por vía oral, cada 24 h durante 10-28 días | Coccidios | |
Ectoparasiticidas | |||
Tira impregnada de diclorvos | Tira de 6 mm/0,3 m3 en jaula durante 3 h, cada 2 días durante 2 a 4 sem. | Ectoparásitos, especialmente ácaros | Tóxico, el terrario debe vaciarse; mantener fuera del contacto directo con los animales |
Fipronil | Pulverizar o limpiar con una toallita tópica, luego lavar en 5 min, cada 7-10 d | Ácaros y garrapatas, cuidado con las reacciones al alcohol presente, necesita una evaluación de seguridad | |
Ivermectina (10 mg/ml) | Pulverización tópica de 5 mg/L a 10 mg/L de agua, cada 3 a 5 d durante un período máximo de 28 d | Ácaros y garrapatas | No debe usarse en quelonios; tener cuidado en los eslizones y las serpientes índigo |
Permetrina (10 %) | Espray tópico para animales y medio ambiente | Ácaros y garrapatas, aprobados por la FDA | Producto con licencia disponible para reptiles en los EE. UU. |
Otros medicamentos en reptiles
Las dosis de los medicamentos utilizados para una variedad de otros trastornos de los reptiles se enumeran en la tabla .
Diversos fármacos para reptiles
Fármaco | Dosis | Trastorno |
|---|---|---|
Alopurinol | 10-50 mg/kg, por vía oral, cada 24 h | Gota, disminuye la producción de ácido úrico |
Hidróxido de aluminio | 100 mg/kg, por vía oral, cada 12-24 h | Disminuye la absorción de fósforo y puede disminuir la concentración de fósforo en la sangre |
Aminophylline | 2-4 mg/kg, IM | Enfermedad respiratoria cuando se requiere broncodilatación |
Vasotocina arginina | 0,01-1 μg/kg, IV | Retención de huevos (más potente que la oxitocina) |
Calcitonina | 1,5 U/kg, SC, cada 8 h 50 unidades/kg, IM, repetir cada 1-2 semanas durante 3 tratamientos | Hipercalcemia, también se recomienda fluidoterapia Hiperparatiroidismo secundario. No administrar a menos que sea normocalcémico. |
Gluconato de calcio (10 mg/ml) | 100 mg/kg, IM, cada 6 h, o 400 mg/kg, IV, intraóseo, administrados durante 24 h PO según sea necesario | Hipocalciemia en iguanas; una concentración alta de fósforo podría causar mineralización de los tejidos blandos. |
Carbonato de calcio | PO según sea necesario | Suplemento dietético para corregir los desequilibrios de Ca:P en herbívoros, omnívoros e insectívoros |
Cimetidina | 4 mg/kg, por vía oral, cada 8-12 h | Regurgitación, vómitos, gastritis, ulceración GI |
Cisapride | 0,5-2 mg/kg, por vía oral, cada 24 h | Modificación de la motilidad GI; no se recomienda su uso con claritromicina en tortugas |
Dexametasona | 0,3-1,5 mg/kg, IM, IV, intraóseo | Inflamación, choque, cuidado con la inmunodepresión, raramente indicado |
Dinoprost (prostaglandina) | 0,5 mg/kg, IM o por cloaca, una vez | Distocia no obstructiva, por lo general utilizada en combinación con oxitocina o vasotocina |
Ketoprofeno | 2 mg/kg, SC, IM, cada 24-48 h | Inflamación, dolor |
Furosemida | 2-5 mg/kg, IM, IV, cada 12-24 h | Diuresis (eficaz a pesar de la falta de asa de Henle en reptiles) |
Yodo | 2-4 mg/kg por vía oral, cada 7 d | Profilaxis de las dietas bociogénicas |
Hierro | 12 mg/kg, IM, cada 7 d (caimanes) | Anemia en caimanes |
Metoclopramida | 1-10 mg/kg, por vía oral, cada 24 h durante 7 días | Eficacia no probada |
Prednisolona | 1-5 mg/kg, PO | Antiinflamatorio, disminución de la nefrocalcinosis, cuidado con la inmunodepresión, raramente indicado |
Selenio | 0,028 mg/kg, IM | Deficiencia en lagartos |
Sucralfato | 500-1000 mg/kg, por vía oral, cada 8-24 h | Irritación/ulceración gástrica |
Tiamina | 50-100 mg/kg, IM | Deficiencia de tiamina |
Vitamina A | 5000 unidades/kg, por vía oral, cada 7 d | Hipovitaminosis A (la hipervitaminosis A iatrogénica puede ser el resultado de un tratamiento repetido) |
Fluidoterapia en reptiles
La deshidratación en los reptiles se suele asociar con anorexia prolongada, falta de agua accesible, o incremento de las pérdidas (p. ej., por quemaduras), en contaste con pérdidas mixtas de electrolitos por vómitos frecuentes o diarrea. El balance hídrico en los reptiles difiere del de los mamíferos, porque, por unidad de peso corporal, los reptiles tienen un mayor porcentaje de agua corporal total (63,0-74,4%) y un mayor porcentaje de agua intracelular (45,8-58,0%). Estos valores son más altos en las especies de agua dulce, más bajos en los reptiles terrestres y más bajos aún en los reptiles marinos, con una concentración de solución salina isotónica en los reptiles no marinos de aproximadamente el 0,8 %. Esto ha llevado a la conclusión de que la solución salina normal al 0,9 % puede estar demasiado concentrada para la mayoría de los reptiles.
Los líquidos cristaloides equilibrados con una osmolaridad de 260-290 mOsm/l son eficaces. Como guía general, los requisitos de mantenimiento son aproximadamente de 5 a 15 mL/kg cada 24 horas, y la rehidratación debe administrarse al doble de la velocidad de mantenimiento, es decir, de 30 a 40 mL/kg cada 24 horas, aunque en casos críticos que necesiten expansión de volumen, se pueden usar tasas de 3 a 5 mL/kg/hora durante varias horas.
En muchos casos, simplemente permitir que un reptil se bañe en agua tibia y poco profunda dentro de un terrario mantenido en la ZTOP específica de la especie promoverá que beba. Este método es aceptable cuando los reptiles son capaces y están dispuestos a beber voluntariamente. Sin embargo, en muchos casos los líquidos orales deben administrarse a través de una sonda gástrica. Para la rehidratación oral, pueden usarse soluciones electrolíticas de mamíferos, pero es mejor diluirlas un 10-15 % más para producir una solución ligeramente hipotónica. También pueden absorberse cantidades importantes de agua a través de la cloaca cuando los quelonios (y posiblemente otras especies) se bañan.
La fluidoterapia oral funciona bien para satisfacer las necesidades de mantenimiento, rehidratar a los reptiles ligeramente deshidratados y administrar medicamentos y alimentos orales. Para los reptiles en alerta y activos, se prefiere este método porque facilita la actividad GI, y los líquidos se absorben rápidamente cuando el reptil se mantiene a las temperaturas correctas. Repetir la introducción de tubos estomacales es estresante y puede ser difícil en quelonios que no cooperan. Por lo tanto, para la terapia oral a largo plazo se recomiendan los tubos de esofagostomía).
Se pueden administrar grandes volúmenes de líquido por vía SC; sin embargo, en casos moderados o graves, se prefieren las vías intracelómica, IV o intraósea.
La administración intracelómica de líquidos es más rápida, menos estresante y permite administrar un volumen mayor que con la sonda gástrica. Los grandes volúmenes de líquido intracelómico pueden comprometer la función pulmonar y pueden absorberse lentamente; sin embargo, el cateterismo intravenoso no es fácil y a menudo se requieren procedimientos que implican el corte.
En urgencias con serpientes moribundas más grandes, es posible colocar un catéter intracardiaco. La infusión de líquidos se controla mejor con una jeringa o una bomba de infusión. Si estos dispositivos no están disponibles, el volumen total diario de líquido puede dividirse en ocho inyecciones en bolo, cada una de las cuales se administra lentamente durante 10-20 minutos cada 1-3 horas Los catéteres intravenosos pueden dejarse colocados hasta 72 h; los catéteres intracardiacos hasta 24 horas; y las vías centrales durante varias semanas.
La infusión intraósea es una técnica más fácil en lagartos y cocodrilos pequeños. La aguja se dirige a la cavidad medular de un hueso largo, y la aspiración de la médula o la radiografía pueden verificar la posición correcta. Este procedimiento suele estar contraindicado en los lagartos osteodistróficos. Las tasas de infusión para la administración IV e intraósea son similares. Como guía general, la dosis de 1,2 a 1,7 mL/kg/hora es adecuada para fines de rehidratación; sin embargo, en casos críticos, se pueden administrar de 3 a 5 mL/kg/hora durante las primeras 2 a 3 horas.
Los coloides se utilizan con menos frecuencia en los reptiles porque gran parte de su pérdida de agua proviene del espacio intracelular y no del plasma. Sin embargo, los coloides se pueden utilizar en casos de hemorragia aguda. Si se produce una hemorragia grave (es decir, hematocrito <5 %), se puede administrar sangre completa por vía IV o intraósea. Comprobar la compatibilidad cruzada no es necesario, al menos para una sola transfusión. Lo ideal es que el donante y el receptor sean de la misma especie.
Para más información
Divers SJ, Stahl SJ. Mader's Reptile and Amphibian Medicine and Surgery. 3rd ed. Elsevier; 2019.
Consulte también el contenido para propietarios de mascotas sobre el manejo de los reptiles.
Referencias
Holz P, Barker IK, Burger JP, Crawshaw GJ, Conlon PD. The effect of the renal portal system on pharmacokinetic parameters in the red-eared slider (Trachemys scripta elegans). J Zoo Wild Med. 1997; 28(4)386-393.
